До питання про харчування білого товстолобика у ставках Молдови
Останнім часом у водоймах Молдови успішно інтродукуються рослиноїдні риби – білий товстолобик та білий амур. Це дуже важливо для отримання додаткової рибної продукції шляхом використання рослинної частини природної кормової бази водойм. Однак для успішного завершення цього завдання необхідно детальне вивчення відповідності екологічних умов потреб розвитку цих риб у наших водоймах, а також стан кормової бази для них. Необхідно також знати, як поїдається готівкова кормова база новими поселенцями.
У цьому повідомленні наводяться результати дослідження вмісту кишкових трактів значної кількості екземплярів білого товстолобика, всесвіту личинками в 1961 р. у стави Фалештського рибгоспу. Збір матеріалу розпочали 1962 р. другого року життя цих риб і продовжували до вересня 1965 р. включно.
Отримані нами дані показують, що в умовах ставків Молдови білий товстолобик виключно погано використовує тварини гідробіонти. Представники зоопланктону виявлені в кишечнику лише у 24% досліджених риб. При цьому в більшості випадків кількість зоопланктерів в кишечнику становила 1-2 види і лише як виняток в одному з кишечників було виявлено 8 видів. Загалом у досліджених нами кишечниках виявлено 18 видів зоопланктерів, а зустрічальність кожного їх дуже низька. Лише копеподитні стадії веслоногих рачків зустрілися в семи, решта видів - не більше ніж у 2-3 кишечниках. Зустрічалися зоопланктери в їжі переважно навесні та восени, тобто тоді, коли кількість фітопланктону в ставках найменша. Це ясно видно з наведеної табл. 1, де показано, що максимальний вміст зоопланктону в кишечниках відповідає найменшому за період досліджень вмісту фітопланктону. Все це наводить на думку, що товстолобик змушений переходити на харчування зоопланктон лише в періоди, коли фітопланктон у ставках виключно бідний. В інші періоди поодинокі потрапляння зоопланктерів у їжу товстолобика є суто випадковими, потім справедливо вказує П. М. Саксена . Зазначимо, що зоопланктон ставків, де вирощуються досліджувані товстолобики, досить різноманітний і багатий [Зеленін та Набережний, 1962], проте він майже не використовується білим товстолобиком.
Основним джерелом харчування товстолобиків у водоймах Молдови є планктонні водорості. Зустрічаємо фітопланктону в досліджених нами кишечниках становила 100%. У харчовому спектрі переглянутих нами 45 екземплярів білого товстолобика виявлено 102 види та різновиди планктонних водоростей, з яких Cyanophyta - 8, Bacillariophyta - 14, Chrysophyta - 1, Pyrrophyta - 1, Euglenophyta - 27, Volvociphyceae - 3, Protococcophyceae -45 і Desmidiales -3. Таке ж співвідношення різноманітності основних груп планктонних водоростей характерно і для наших ставків, у тому числі і для ставків Фалештського рибгоспу, де вирощуються риби, що досліджуються. Переважними за різноманітністю групами водоростей у харчуванні товстолобика виявилися протококові та евгленові водорості. Ці групи переважають також у фітопланктоні більшості наших ставків.
Що ж до біомаси домінуючими групами водоростей у харчовому спектрі товстолобика виявилися евгленовые і синезелені, часто викликають інтенсивне «цвітіння» води у ставках. Лише на початку вересня 1962 р. у харчовому спектрі товстолобика переважала діатомова водорість. Cyclotella meneghiniana, середня вага якої в кишечниках перевищувала 8 р. ( табл. 1). У кишечниках окремих екземплярів риб вага діатомових до цього періоду становила близько 16 г. або 91% ваги харчової грудки.
Таблиця 1
Зміна складу їжі у білого товстолобика за роками
Компоненти харчового кома |
1962 р. | 1963 р. | ||||||
VI | VIII | IX | V | VI | VIII | IX | XII | |
Середня вага риб, г |
58 | 182 | 381,5 | 455 | 350 | 597 | 523 | 359 |
вага харчового грудка, г |
3,5 | 9,5 | 19,2 | 17 | 8 | 25 | 29 | 3,2 |
середовищ. індекс наповнення % |
563 | 524 | 428 | 376 | 221 | 421 | 556 | 89 |
співвідношення ваги водоростей до ваги їжі. грудка, % |
7,3 | 2 | 46 | 14 | 7 | 1,4 | 1,6 | 0,3 |
Водорості | ||||||||
Cyanophyta | 0,04 | 0,03 | 0,03 | 0,02 | 0,03 | 0,07 | 0,07 | 0,0003 |
Bacillariophyta | 0,001 | 0,02 | 8,02 | — | 0,06 | 0,03 | 0,02 | 0,0005 |
Euglenophyta | 0,26 | 0,10 | 2,54 | 1,82 | 0,28 | 0,16 | 0,03 | 0,0002 |
Protococco- phyceae |
0,005 | 0,01 | 0,05 | 0,40 | 0,07 | 0,04 | 0,03 | — |
Усього водоростей, г |
0,30 | 0,19 | 9,58 | 2,37 | 0,53 | 0,32 | 0,35 | 0,01 |
Зоопланктон, г | 0,06 | 0,007 | — | — | — | — | — | — |
продовження
Компоненти харчового кома |
1964 р. | 1965 р. | |||||
V | VII | VIII | X | IV | VI | IX | |
Середня вага риб, г |
1450 | 1083 | 1680 | 2500 | 1377 | 3000 | 2866 |
вага харчового грудка, г |
46 | 33 | 21 | 6 | — | — | 26 |
середовищ. індекс наповнення % |
316 | 321 | 255 | 24 | 4,1 | — | 90,3 |
співвідношення ваги водоростей до ваги їжі. грудка, % |
46,2 | 29 | 8,7 | 0,08 | — | — | 4,4 |
Водорості | |||||||
Cyanophyta | 22,2 | 9,60 | 1,60 | — | 0,03 | 0,001 | 2,34 |
Bacillariophyta | 0,05 | 0,01 | 0,03 | 0,002 | 0,01 | 0,004 | 0,015 |
Euglenophyta | 0,60 | 0,37 | 0,06 | — | 0,03 | 0,01 | 2,81 |
Protococco- phyceae |
0,05 | 0,05 | 0,01 | 0,003 | 0,003 | 0,02 | 0,02 |
Усього водоростей, г* |
23,5 | 10,1 | 1,62 | 0,005 | 0,04 | 0,04 | 5,91 |
Зоопланктон, г | 0,015 | — | — | 0,4 | 0,47 | — | — |
(* решта харчової коми складалася з переварених водоростей та мінеральних частинок)
Зазначимо, що в харчовому спектрі товстолобиків, виловлених наприкінці вересня, діатомові помітно поступалися вагою тим же евгленовим і синьо-зеленим водоростям.
У кишкових трактах риб, виловлених у квітні, видовий склад фітопланктону був дуже бідний, а середня вага водоростей у харчовому комі в середньому не перевищувала 0,038 р. з коливаннями в окремих екземплярів від 0,011 до 0,064 р. при середній вазі риб 1317 г. , Що вага зоопланктону в харчовому комі саме в цей період досягав свого максимуму - 0,047 р. Домінуючими водоростями у спектрі харчування товстолобика навесні були евгленові. У травні кількість видів водоростей у харчовому спектрі товстолобиків помітно збільшується, а такі види, як Scenedesmus quadricauda, S. bijugatus, S. arcuatus var. platydiscus, Crucigenia quadrataз протококових стають його невід'ємною частиною та домінують за кількістю особин. Щодо біомаси у травні 1963 р. явно переважали евгленові водорості в середньому 1,824 р. в основному за рахунок таких видів, як Euglena acus, Е. texta, Е. oxyuris, Stromobmonas acuminata var. verrucosa, Trachelomonas intermedia, Phacus orbicularisта ін. Загальна вага водоростей у травні 1963 р. у кишечниках риб становила в середньому 2,371 р. або 14% загальної ваги харчового грудка при середній вазі риб 455 р. У травні 1964 р. середня вага водоростей у харчовому грудку становила 23,475 р. 46,2% його загальної ваги. Зазначимо, що в кишечниках окремих екземплярів кількість водоростей доходила до 46,388 або 91% ваги харчової коми. Вага риб у разі не перевищувала 1500 р. Переважаючою групою водоростей у їжі товстолобиків у травні 1964 р. були синьо-зелені, переважно Oscillatoria sp., вага якої в середньому становила 22,237 р. з коливаннями від 0,122 до 44,352 р. в харчовому грудці при індексі наповнень кишечника за Зенкевичем 24-321 ‰. Доречно відзначити, що цей же вид синьо-зелених водоростей переважав у їжі товстолобиків у липні того ж року. Максимальна вага їх у цьому випадку становила 27 г. при загальній вазі водоростей у кишечниках 28 г. та вазі риб 1800 р.
У червні кількість водоростей у харчовому спектрі товстолобиків незначна. Це пояснюється тим, що в цей період, як встановлено нами [Шалар, 1963], у розвитку фітопланктону водойм Молдавії відбувається помітний спад, пов'язаний з погіршенням метеорологічних та гідрологічних умов. Основна частина харчової грудки цей період складалася з мулових частинок і макухи. Переважне місце серед водоростей у кишечниках товстолобиків, виловлених у червні, займали Scenedesmus quadricauda, S. acuminatus, Coelastrum sphaericum, Cyclotella sp., Synedra ulna, види Euglena, Phacus, Trachelomonas, а з синьо-зелених найчастіше в цей період зустрічалися Oscillatoria sp. та Merismopedia tenuissima. Всі ці види на той час є домінуючими у фітопланктоні ставків. У липні, серпні і особливо у вересні у фітопланктоні починає масово розвиватися синьо-зелена водорість. Aphanizomenon flos-aquaeі, як наслідок цього, вона стає домінуючим і в харчових грудках товстолобиків. Так, наприклад, у вересні 1965 р. вага цієї водорості спільно з Microcystis aeruginosa, як видно з табл. I, становив у середньому 2,338 р. а окремих кишечниках їх вага досягла 4,672 р. за середньої ваги 3000 р. Усе це свідчить, що всупереч твердженням Р. А. Савиной , у разі у досліджених нами водоймах білий товстолобик без розбору поїдав всі види водоростей, що зустрічаються у планктоні. Масові види фітопланкту завжди є домінуючими у харчовому спектрі досліджених нами риб. Виявити якусь вибірковість товстолобиків до певних видів водоростей не вдалося, та й навряд чи вона існує.
Взимку, за спостереженнями, проведеними у грудні 1963 р., вага водоростей у кишечнику риб не перевищувала 10 мг. Різноманітність водоростей у спектрі харчування товстолобика взимку становила лише чотири види: Lobomonas denticulata, Cyclotella sp., Trachelomonas sp. та Oscillatoris sp. Зазначимо, що і фітопланктон у цих ставках взимку був виключно бідний, а вказані тут види є для них характерними в цей період.
Таким чином, зміна спектру харчування товстолобиків за сезонами повністю залежить від сезонних змін фітопланктону у ставках. Це положення підтверджується також зміною індексу наповнення, який у період розвитку фітопланктону досягає максимальних величин ( табл. 1). А той факт, що білий товстолобик використовує для харчування всі види водоростей, що зустрічаються в планктоні, розкриває широкі можливості подальшого вселення цих цінних видів риб у водойми Молдови, фітопланктон яких винятково багатий як у якісному, так і кількісному відношенні.
Список організмів, виявлених у кишечниках товстолобика та їх відсоток народження
назви організмів | встре- чаї- мість % |
назви організмів | встре- чаї- мість % |
Cyanophyta |
Protococcophyceae |
||
Daclylococcopsis irregularis G. M. Smith |
2 | Schroederia setigera (Schroed) Lemm. |
51 |
Merismopedia tenuissima Lenim |
37 | Sch. spiralis (Printz) Korschik. |
2 |
Micricystis aeruginosa Kütz. |
22 | Lambertia ocellata Korschik. | 2 |
M. pulverea (Wood) Forti |
7 |
Pediastrum boryanum |
7 |
Gomphosphaeria lacustris Chod |
14 | P. duplex Meyen | 4 |
Aphanizomenon flos-aquae |
40 |
Tetraedron caudatum |
4 |
Oscillatoria sp. | 100 | T. minutissimum Korchik | 4 |
Romeria leopoliensis (Racib.) |
2 | T. incus (Teiling) G. M. Smith. |
2 |
Bacillariophyta |
Oocystis borgei Snow | 4 | |
Melosira granulata (Ehr.) Ralfs |
2 | Oocystis sp | 24 |
Melosira sp. | 2 |
Ankistrodesmus |
20 |
Cyclotella meneghiniana Kütz |
90 | A. acicularis (A. Br.) Korschik. |
40 |
Synedra actinastroides Lemn |
2 | A. arcuatus Korschik. | 33 |
S. ulna (Nitzsch) Ehr. | 9 | A. Angustus Born. | 61 |
Rhoicosphenia curvata (Kütz.) Grun. |
2 | A. falcatus (Corda) Ralfs | 4 |
Navicula sp. | 20 | Hyaloraphidium rectum Korschik. |
15 |
Pinnularia sp. | 2 | H. contorlum Pasch. et Korschik. |
4 |
Caloneis amphisbaena |
2 |
H. contortum var. |
4 |
Gyrosigma sp. | 2 |
Kirchneriella obesa (West) |
20 |
Nitzschia acicularis W. Sm. | 4 | K. lunaris (Kirchn.) Moeb. | 9 |
N. reversa W. Sm. | 3 | Dispora crucigenioides Printz. |
2 |
Nitzschia sp. | 50 |
Dictyosphaerium |
11 |
Surirella ovata Kütz. |
14 | Coelastrum sphaericum Naeg. |
13 |
Chrysophyta |
C. microporum Naeg. | 16 | |
Goniochloris fallax Fott |
7 | Crucigenia apiculala Schmidle |
15 |
Pyrrophyta |
C. fenestrata Schmidle | 15 | |
Glenodinium sp. | 4 | C. tetrapedia (Kirch.) W. та W. |
37 |
Euglenophyta |
C. quadrata Morren | 4 | |
Trachelomonas volvocina |
2 |
Tetrastrum |
4 |
T. intermedia Dang. |
31 | T. glabrum (Roll) Ahlstr. ef Tiff. |
13 |
T. abrupta Swir. |
19 | Actinastrum hantzschii var. fluviatile Schroed. |
9 |
T. planctonica Swir. |
29 | A. hantzschii var. gracile Roll |
33 |
T. asymmetrica Roll. |
15 | Scenedesmus obliquus (Turp) Kütz. |
7 |
T. bernandinensis |
4 | S. acuminatus (Lagerh.) Chod. | 64 |
Trachelomonas sp. |
80 |
S. acuminatus var. biseriatus Reinh |
23 |
Strombomonas acuminata var. verrucosa Teod. |
15 | S. acuminatus var. elongatus Smith | 7 |
S. deflandrei (Roll) Defl. | 2 | S. bijugatus (Turp.) Kütz. | 33 |
S. fluviatilis (Lemm.) Defl. | 11 | S. arcuatus var. platydiscus Smith. | 7 |
S. Treabii (Wolosz.) Defl. | 2 | S. apiculatus (W. та W.) Chod | 2 |
Euglena polymorpha Dang. | 2 | S. brasiliensis Bohl | 2 |
E. spathirhyncha Skuja | 4 | S. quadricauda (Turp) Breb | 73 |
E. texta (Duj.) Hübner | 24 |
S. quadricauda var. eualternans Proschk. |
2 |
E. vermicularis Prosch.- Lavr. |
2 | S. opoliensis Richt | 9 |
E. acus Ehr. | 73 | S. opoliensis var. alatus Deduss. | 2 |
E. oxyuris Schmarda | 25 | S. protuberans Fritsch. | 17 |
Euglena sp. | 40 |
Desmidiales |
|
Lepocinclis ovum (Ehr.) Mink. |
2 | Closterium acicularis | 2 |
Lepocinclis sp. | 7 | Closterium sp. | 26 |
Phacus curvicauda Swir. |
22 | Cosmarium sp. | 2 |
Ph. arnoldii Swir. | 29 |
Rotatoria |
|
Phacus pleuronectes (Ehr.) Duj. |
4 | Brachionus angularis | 4 |
Ph. orbicularis Hübner | 29 | B. bennini | 2 |
Ph. longicauda (Ehr.) Duj. | 4 | Keratella cochlearis | 2 |
Ph. longicauda var. tortus Lemm. | 9 | Lecane sp. | 2 |
Phacus sp. | 33 | Colurella adriatica | 7 |
Volvociphyceae |
Asplanchna sieboldi | 2 | |
Lobomonas denticulata Korsch. |
4 |
Cyclopidae |
|
Phacotus coccifer Korsch. | 11 | Nauplii cyclops | 9 |
Pandorina morum (Müll.) Bory |
4 | Копіопідитна стадія Cyclops | 15 |
Cladocera |
Acanthocyclops vernalis | 11 | |
Молодь Daphnia | 2 | Cyclops vicinus | 11 |
Moina dubia | 2 | Paradiaptomus alluaudi | 4 |
Leydigia leidigii | 2 | ||
Alona sp. | 2 | ||
Chydorus sphaericus | 2 |
ЛІТЕРАТУРА
Зеленін A. M., Набережний А. І. До питання вирощування білого амура (Ctenopharyngodon idella Vab) та товстолобика (Hypophtalmichthys molitrix Vab.) у Молдавії. Біологічні ресурси водойм Молдавії, 1962.
Савіна Р. А. Харчування білого товстолобика. У сб: Рибогосподарське освоєння рослиноїдних риб. М., 1966.
Саксена Р. А. Альгофлора ставків рибгоспу «Калган-Чірчик» та харчування звичайного товстолобика. Автор. канд. дисерт., 1965.
Шалар В. М. Особливості розвитку фітопланктону в Дубоссарському водосховищі. Автореферат канд. дисерт., 1963.
© 1970. Авторські права на статтю належать В.М. Шаларю, А.М.Зеленіну, А.І.Набережному, Н.І.Яловицькій (Інститут зоології АН Молд.ССР).
Використання та копіювання статті дозволяється із зазначенням автора та посиланням на першоджерело, |
Планктонні водорості (фітопланктон)
Фітопланктон – сукупність дрібних, переважно мікроскопічних водоростей, що вільно плавають у товщі води. Це основна екологічна група водоростей, що продукує первинну органічну речовину, без якої неможливо уявити все живе у водоймі. У процесі еволюції планктонні водорості виробили низку пристроїв, що дозволяють їм досить довгий час перебувати у воді у зваженому стані. У планктонних водоростей, що не мають джгутиків, збільшення плавучості досягається значною мірою відповідною формою тіла та наявністю різноманітних виростів і придатків, щетинок, рогових відростків, перетинок та ін. Інші форми планктонних водоростей представлені плоскими або порожнистими колоніями, які рясно виділяють слиз. Багато водоростей накопичують у клітинах речовини з питомою вагою менше одиниці (наприклад, жир, олія) або утворюють газові вакуолі. Одна з особливостей планктонних водоростей, що дозволяють їм існувати в товщі води у зваженому стані, – дрібні розміри тіла. Завдяки дрібним розмірам, а отже, і невеликій масі, планктонні водорості не так швидко опускаються на дно водойми.
Планктонні водорості мешкають у найрізноманітніших водоймах від озер, водосховищ до невеликих калюж. Типовий фітопланктон особливо характерний для великих водойм.
Залежно від розмірів, фітопланктонні водорості поділяються на мезо-, мікро- та нанопланктонні.
До мезопланктонних фітопланктерів відносять водорості розміром 1-5мм. Це нечисленна група колоніальних організмів. Sphaeronostoc kihlmaniта ін.). Водорості з розміром тіла від 50 мкм до 1 мм відносяться до групи мікропланктонних організмів. Нанопланктонні організми мають тіло розміром менше 50 мкм. При відборі проб планктонною мережею вони легко проходять через дрібнокомірчасту тканину.
У планктоні прісних водойм найбільшою різноманітністю відрізняються зелені, діатомові водорості і ціанеї. З зелених рясно представлені одноклітинні, ценобіальні та колоніальні вольвоксові (види р.). Chlamydomonas, Gonium, Pandorina, Eudorina, Volvox) та хлорококові (види р. Pediastrum, Scenedesmus, Oocystis, Golenkinia, Sphaerocystis, Chlorella, Kirchneriella, Ankistrodesmus та ін.). Характерними представниками діатомових водоростей у планктоні є види пологів Melosira, Fragilaria, Tabellaria, Asterionella, Cyclotella.З ціанів часто і рясно зустрічаються як планктери. Microcystis, Anabaena, Aphanizomenon, Gloeotrichiaта ін. З джгутикових форм у прісноводному планктоні звичайні динофітові - Ceratiumі Peridinium; із золотистих – види пологів Dinobryon, Mallomonas, Uroglena, Synuraта ін.; з евгленових – види пологів Trachelomonas, Phacus, Euglenaта ін Останні рясно розвиваються в дрібних водоймах, що добре прогріваються.
У м'якій воді заболочених водойм та боліт розвиваються численні представники десмідієвих: види пологів Closterium, Cosmarium, Euastrum, Staurastrum, Micrasterias, Xanthidium, Desmidiumта ін.
Загалом у різних водоймах та водотоках Білорусі відмічено близько 1000 видів планктонних водоростей.
Видовий склад фітопланктону та його чисельність різноманітні у різних водоймах і навіть у одному водоймі у різний час року, залежить від сукупності багатьох чинників. Найважливішими є світловий, температурний і хімічний режим, і навіть антропогенний вплив. Останнє в одних випадках призводить до збіднення фітопланктону, в інших – значного підвищення його продуктивності. При попаданні у воду великої кількості біогенних речовин спостерігається бурхливий розвиток планктонних водоростей, що фарбують воду в зелений, синьо-зелений та інші кольори. Таке явище отримало назву "цвітіння" води, при якому в 1 л води містяться мільйони клітин планктонних водоростей. Внаслідок їх масового розкладання виділяється сірководень та інші токсичні речовини, що може призвести до загибелі зооценозів водойми. Слід врахувати і те, що токсичні речовини виділяються деякими водоростями (наприклад, видами Microcystis) у процесі їх життєдіяльності.
Дія освітленості як екологічного чинника наочно проявляється у вертикальному розподілі фітопланктону. В озерах, наприклад, планктонні водорості мешкають зазвичай у верхніх шарах води, але можуть розвиватися і на глибині 10-15 м. Дуже вимогливі до освітлення зелені водорості і більшість видів ціанів, що розвиваються найінтенсивніше в літній період. Так, водорості пологів Microcystis, Anabaena, Aphanizomenonв масі розвиваються тільки біля поверхні води. Менш вимогливі до світла діатомові водорості. Більшість із них у малопрозорих водах озер та водосховищ інтенсивніше розвивається на глибині 2–3 м.
Температурний фактор – також один із найбільш важливих, що впливають на склад та розподіл фітопланктону. Відомі види, що розвиваються лише у холодноводних водоймах; є види, що існують у водоймах із теплою водою. Багато водоростей здатні жити у водоймах, де діапазон коливань температури дуже великий.
Так як температурний оптимум у різних видів планктонних водоростей не збігається, відбувається зміна видового складу сезонів (сезонна сукцесія). Вегетаційний цикл фітопланктону починається у березні-квітні. У цей час масовими планктерами є дрібні джгутикові. Chromulina, Cryptomonas, підвищується чисельність холодноводних видів діатомових – Melosira, Diatoma. У другій половині весни бурхливо розвивається холодноводний діатомовий комплекс. Влітку з'являються помірно тепловодні діатомові – Asterionella, Tabellaria, Інтенсивніше розвиваються зелені та синьо-зелені водорості. У другій половині літа максимального розвитку досягають синьо-зелені та зелені водорості, які можуть спричинити «цвітіння» води. З діатомових у період відзначаються тепловодні представники пологів Fragilariaі Melosira granulata. Восени знову починають більш інтенсивно розвиватися холодноводні діатомові спільно з синезеленими водоростями, що продовжують розвиток.
Вода природних водойм містить різні хімічні сполуки, необхідні розвитку фітопланктону. Найважливіші – мінеральні солі (біогенні елементи). З мінеральних солей у розвиток фітопланктону (і водоростей загалом) необхідні солі азоту і фосфору. Як правило, у водоймищах цих сполук явно недостатньо. Елементами харчування водоростей є залізо та кальцій. До залізолюбних водоростей відносяться багато діатомових, десмідієвих. Кремній необхідний формування панцира діатомей. Магній, калій та сірка – також необхідні елементи для водоростей, але у воді їх завжди достатньо.
Планктонні водорості є основними, а нерідко і єдиними продуцентами первинної органічної речовини, яка необхідна для існування всього живого у водоймах. Планктонні водорості беруть активну участь у самоочищенні водойм. З відмираючих планктонних водоростей формується мули, сапропелі та інші відкладення. Планктонні водорості використовуються як індикатори забрудненості води. Вони можуть бути джерелом білків, вітамінів та сировини для багатьох галузей промисловості.
Нейстон
До нейстону відносять дрібні водорості та тварин, що мешкають у зоні поверхневої плівки води. Розрізняють епінейстон – організми, що живуть над поверхневою плівкою, та гіпонейстон – особини, що прикріплюються до плівки знизу.
Найчастіше нейстонні організми можна знайти у дрібних водоймах (у калюжах, канавах, ставках) у тиху погоду. До складу нейстону входять представники різних систематичних груп: Золотисті водорості ( Kremastochrysis, Chromulina), Евгленові ( Euglena, Trachelomonas), Зелені ( Chlamydomonas, Kremastochloris, Nautococcus), Жовтозелені ( Botrydiopsis).
Багато нейстонних водоростей у процесі еволюції виробили спеціальні пристрої для утримання їх на поверхневій плівці. До таких пристроїв відносяться, наприклад, слизові ковпачки, плавальні платівки.
Клітини цих водоростей часто більш ніж наполовину виступають над поверхнею води завдяки тому, що їх оболонки погано змочуються водою. Під час вітру, дощу клітини можуть повністю занурюватися у воду, але під час занурення вони захоплюють бульбашки повітря, які сприяють виносу їх знову на поверхню.
В окремих випадках нейстонні водорості розвиваються настільки інтенсивно, що покривають воду суцільною плівкою.
Бентосні водорості (фітобентос)
До бентосних водоростей відносяться ті форми, які ростуть на дні водойм. Бентосні водорості пристосувалися до існування на різноманітних предметах, занурених у воду, а також на живих і мертвих організмах, що знаходяться у воді. Такі форми водоростей, що входять до складу групи обростання, іноді виділяють як перифітонні водорості.
Переважаючими водоростями бентоса є різноманітні зелені, харові, діатомові, синьо-зелені та жовто-зелені водорості.
З зелених водоростей у водоймах різного типу часто зустрічаються види пологів Cladophora, Rhizoclonium, Oedogonium, Ulothrix, Stigeoclonium, Draparnaldiaта ін Таллом кладофори є жорстким на дотик, зазвичай темно-зелений кущик. Таллом ризоклоніума складається з слабко гілкуючих, а іноді і ниток, що не гілкуються. Обидва представники можуть відриватися від субстрату і давати довгі тинисті косми. Таллом едогоніуму представлений м'якими нерозгалуженими нитками з ковпачками, іноді сферичними оогоніями та дрібними клітинами – антеридіями. Улотрикс можна виявити у вигляді яскраво-зелених дерновинок, що складаються з ниток, що не гілкуються. Він росте на різних твердих субстратах, що знаходяться неподалік поверхні води. У вигляді невеликих слизових кущів, що прикріплюються до підводних гілок рослин та інших субстратів, можна виявити стигеоклоніум та драпарнальдію.
Найбільші таломи зі складним розчленуванням мають харові водорості. Хара і нителла нерідко зустрічаються в озерах і ставках з мулистим дном у вигляді густих чагарників.
На дні водойм дуже часто і нерідко рясно зустрічаються різні діатомові водорості - Pinnularia, Navicula, Gyrosigma, Cymatopleura, Diatoma, Fragilariaта ін.
З синьо-зелених водоростей бентосними формами є головним чином Oscillatoria, Lyngbya, Phormidium, Nostoc.Нитчасті синьо-зелені водорості, що покривають дно водойм, зв'язують і зміцнюють субстрат. На такому субстраті легше закріплюються та виростають усі інші бентосні водорості. З жовтозелених водоростей як бентосні форми часто розвиваються Vaucheriaі Tribonema.У першій тал складається з слабо гілкуються товстих ниток без перегородок, у другої - з септованих нерозгалужених ниток.
З водоростей, що мають тал у вигляді не прикріплених до субстрату ниток, що розвиваються в ставках, канавах та інших невеликих водоймах, а також у прибережній зоні великих озер та водосховищ, зазначимо Spirogyra, Zygnema, Mougeotia, Oscillatoria, Lyngbya. Разом з ними в цих же місцепроживання широко представлені різні діатомові водорості.
Нитчасті водорості часто утворюють великі слизові оболонки, що плавають вдень на поверхні води, вночі опускаються на дно. Тіна яскраво-зеленого кольору характерна для зигнемових водоростей, буро-зеленого – для ціанів.
У прибережній частині ставків, у канавах, струмках, затоках річок, де у воді є досить багато азотовмісних сполук, розвивається Hydrodictyon reticulatum. Талом цієї водорості є сіточкою, яка досягає 1,5 м в довжину.
На дні неглибоких водойм зі стоячою водою, серед чагарників вищих рослин і ниткових водоростей часто розвиваються неприкріплені одноклітинні водорості ( З hlorococcum, Hypnomonas, Closterium, Cosmariumта ін), цінобіальні ( Scenedesmus, Pediastrumта ін), слизові колоніальні форми ( Tetraspora, Glо eochlorisта ін.). Усі вони не мають спеціальних пристосувань до донного способу життя. Деякі з них ( Scenedesmus, Pediastrum) є факультативно бентосними чи факультативно планктонними формами.
Для зростання бентосних водоростей як фототрофних організмів потрібне світло. У водоймах з різним ступенем прозорості води водорості бентоса розподіляються по вертикалі по-різному. Однак верхній шар заселяється переважно більш вимогливими до світла зеленими водоростями. Найнижчі шари заселяються діатомовими. Деякі є типовими сапротрофами, які можуть існувати великих глибинах, зариваючись у верхні шари мулу чи піску.
Інтенсивний розвиток бентосних водоростей спостерігається у річках та струмках, де має місце постійне перемішування води. У таких місцях водоростей вода містить більше кисню та біогенних (поживних) речовин. Отже, бентосні водорості, що розвиваються в умовах руху води, отримують переваги в порівнянні з водоростями, що живуть у водоймах стоячих. Дуже сприятливі для проживання бентосних водоростей водоймища з невеликими глибинами, слабким рухом води, твердими ґрунтами, на яких відкладаються органічні залишки.
Перифітонні водорості
До перифітонних водоростей відносяться водорості, які виростають на різних живих організмах (вищих водних рослинах, нитчастих водоростях, водних тварин) і на поверхні різноманітних твердих субстратів, як штучних (палі, причали, човни, плоти тощо), так і природних (камені, підводні пні, занурені у воду відмерлі гілки дерев та чагарників тощо). Перифітонні водорості віддалені від дна, тому в порівнянні з донними формами живуть в інших світлових, температурних та трофічних режимах. Прикріплюються до субстрату за допомогою спеціальних органів (підошви, стопи, слизових обтяжок) або слизової поверхні талому.
До складу перифітону входять водорості з різних систематичних груп, проте переважають представники відділів Chlorophyta, Cyanophyta, Bacillariophytaі Xanthophyta.
З відділу З hlorophytaнайбільш відомими є види Ulothrix, Oedogonium, Aphanochaete, Characium. Часто в обростаннях зустрічаються представники відділу Cyanophyta (Oscillatoria, Lyngbya, Rivularia, Gloeotrichia), що прикріплюються до підводних субстратів за допомогою слизу. Широко і рясно як перифітонних водоростей представлені Bacillariophyta: Gomphonema, що прикріплюється до субстрату за допомогою слизових ніжок або тяжів; Navicula, Що має іноді слизову ніжку або живе в слизових трубках; Cocconeis, що щільно прилягає до субстрату нижньою стулкою. З Xanthophytaяк перифітонні зустрічаються види пологів Vaucheria, Tribonema, Heterococcus.
Найбільш сприятливий субстрат для перифітонних водоростей – нитки Cladophora, Vaucheria, Oedogonium. На ослизнених нитчастих талом кон'югат ці водорості зазвичай не розвиваються.
Ряд видів перифітонних водоростей ( Tetraspora, Characium, Apiocystisта ін) поселяється на найрізноманітніших субстратах. Є представники з вузькою спеціалізацією до субстрату (наприклад, Heterococcus mucicolaрозвивається у слизу Coleochaete pulvinata).
Перифітонні водорості разом з іншими організмами, що утворюють обростання, відіграють значну роль у житті водойм. Вони продуценти органічної речовини, кормом для водних тварин, використовуються як індикатори якості води. Це природний біофільтр водойм. Негативна їхня роль полягає в тому, що вони можуть засмічувати водоймища, трубопроводи, а також викликати обростання на човнах та інших предметах, які тривалий час у воді.
Наземні, або аерофітні водорості
Мешкають поза водоймищами на різних твердих субстратах, оточених повітрям. Тому їх ще називають повітряними водоростями. Типовими субстратами для них є кора дерев, старі дерев'яні паркани, дахи будинків, каміння.
Умови існування цих водоростей характеризуються частою зміною температури, короткочасним зволоженням під час дощу, туману, роси. Незважаючи на несприятливі умови життя, наземні водорості часто розвиваються у величезній кількості, утворюючи на поверхні субстратів порошкоподібні або слизові нальоти, скоринки та плівки.
З адаптивних пристроїв аерофітів до несприятливих умов життя слід зазначити сильно потовщені клітинні стінки; утворення слизових обгорток, що досить довго утримують воду; накопичення у клітинах великої кількості ліпідів; легкість розпаду таломів при вегетативному розмноженні на окремі клітини.
До несприятливих наземних місцепроживання пристосувалися лише деякі водорості. Загальна кількість становить кілька сотень видів. Усі вони мають мікроскопічні розміри. Серед них є одноклітинні, колоніальні та нитчасті, більшість яких відноситься до зелених та синьо-зелених, менше відомо представників діатомових водоростей.
На корі дерев зазвичай ростуть зелені водорості. З них повсюдно і рясно зустрічаються Pleurococcusі Trentepohlia. Перший утворює яскраво-зелений наліт зазвичай на підставах стволів, друга надає стволам цегляно-червоного забарвлення. У цих умовах можна зустріти інші зелені водорості – Chlorella, Chlorococcum, Stichococcus.
Водорості, що поселяються на мохах, менш помітні. Крім зелених водоростей, на мохах зустрічаються діатомові, жовтозелені та синьо-зелені.
Ґрунтові, або едафофільні водорості
Ґрунтові водорості мешкають як на поверхні ґрунту, так і в ґрунті, поверхневому шарі завтовшки кілька сантиметрів. Грунт як місце існування характеризується коливаннями вологості, температури. Поверхня грунту відчуває сильну інсоляцію, шари грунту, що глибше лежать, - недолік або навіть повна відсутність світла. У поверхневому шарі ґрунтові водорості є фототрофами, у ґрунті ж вони харчуються як сапротрофи.
Ґрунтове середовище слід розглядати як середовище, що займає проміжне положення між повітряним та водним середовищем. Саме через ґрунт багато водоростей переходять до наземного способу життя.
Виявлено близько 2000 видів ґрунтових водоростей. Найбільш численні з них – синьо-зелені та діатомові. Помітно поступаються їм жовтозеленими. Зрідка зустрічаються золотисті, евгленові, динофітові.
Багато грунтових водоростей утворюють рясний слиз, який захищає клітини від швидкого висихання, екстремальних температур. Високу стійкість до впливу несприятливих факторів середовища водорості мають завдяки значній в'язкості цитоплазми, високій концентрації клітинного соку.
На поверхні ґрунту, особливо по краях калюж, часто зустрічається Botrydium. У затінених вологих місцях на ґрунті можуть розвиватися зелені водорості. Stigeoclonium, жовто-зелена водорість Vaucheria, а також у пальмеллеподібному стані одноклітинні Chlamydomonas, Mesotaenium. На ґрунтах, сильно забруднених амонійними сполуками, росте зелена пластинчаста водорість Prasiola. У цих же місцях проживання можуть розвинутися синьо-зелені водорості (наприклад, Phormidium) та інші так звані нітрофільні водорості.
До типових ґрунтових водоростей слід віднести Chlorococcum humicola, Bumilleria sicula, види Botrydiopsis, Pleurochloris magna, Monodus acuminata, Heterothrix exilis, Navicula mutica, Pinnularia borealis, Hantzschia amphioxis.
Існуючі методи збирання та вивчення водоростей різноманітні. Це визначається як еколого-морфологічною своєрідністю представників різних відділів та екологічних угруповань, так і різноманітністю цілей та підходів до їх вивчення. Тут неможливо дати повне вичерпне уявлення про всі методи вивчення водоростей, особливо тих, які спрямовані на досягнення спеціальних цілей. Тому в даному розділі обмежимося розглядом лише методів збирання та вивчення водоростей континентальних водойм для цілей флористикосистематичних та гідробіологічних досліджень.
У зв'язку з тим, що більшість водоростей має мікроскопічні розміри, виявити їх неозброєним оком у природних місцеперебуваннях, як правило, можливо лише за умови масового розвитку, що викликає зміну забарвлення довкілля: води, ґрунту або іншого субстрату ("цвітіння" води, "цвітіння" грунти та ін.). Зазвичай кількість водоростей не така значна; проте збір матеріалу слід проводити навіть у тому випадку, коли найуважніше дослідження субстрату не дозволяє помітити їх неозброєним оком.
Методи збирання проб фітопланктону
Вибір методу відбору проб фітопланктону залежить від типу водоймища, ступеня розвитку водоростей, завдань дослідження, наявних приладів, обладнання тощо. . Однак у більшості випадків застосовують різні методи попереднього концентрування мікроорганізмів. Одним із таких методів є фільтрування води через планктонні мережі різної конструкції (рис. 7.1).
Мал. 7.1. Планктонні мережі: 1-3 – мережі Апштейна; 4 – мережа Берджа; 5 – стаканчик до неї; 6 - циліндрична мережа "цепелін"
Планктонна мережа складається з кільця латунного і пришитого до нього конічного мішка з млинового шовкового або капронового сита № 77, що має 5929 осередків в 1 см 2 . Схема викрійки конуса для планктонної мережі представлена на рис. 7.2. Вузький вихідний отвір конусоподібного мішка щільно прикріплюється до склянки, що має вивідну трубку, закриту краном або затискачем Мора. При збиранні планктону поверхневих шарів води планктонну мережу опускають у воду так, щоб верхній отвір мережі знаходився на відстані 5-10 см над її поверхнею. Літровим кухлем черпають воду з поверхневого шару (до 15-20 см глибини) і виливають її в мережу, відфільтровуючи таким чином 50-100 л води. На великих водоймах планктонні проби відбирають із човна. При цьому рекомендують тягнути планктонну мережу на тонкій мотузці за човном, що рухається, протягом 5-10 хв.
Для вертикальних зборів планктону застосовують мережі особливої конструкції. На невеликих водоймищах планктонні проби можна збирати з берега, поступово заходячи у воду, обережно черпаючи воду кухлем попереду себе і фільтруючи її через мережу або закидаючи мережу на тонкій мотузці у воду і обережно витягаючи її. Закінчивши збирання планктону, планктонну мережу прополіскують, опускаючи її кілька разів у воду до верхнього кільця, щоб відмити водорості, що затрималися на внутрішній поверхні мережі. Сконцентровану таким чином пробу планктону, що знаходиться в склянці планктонної мережі, зливають через вивідну трубку в заздалегідь приготовлену баночку або пляшку. Перед початком та після закінчення збору проби мережу необхідно добре прополоскати, а закінчивши роботу, висушити та покласти у спеціальний чохол. Сітчасті проби планктону можна вивчати в живому та фіксованому стані.
Для кількісного обліку фітопланктону виробляють відбір проб певного обсягу. З цією метою можуть бути використані і мережні збори за умови обов'язкового обліку кількості відфільтрованої через мережу води та обсягу зібраної проби. Однак зазвичай відбір проб для кількісного обліку фітопланктону виробляють спеціальними приладами – батометрами різноманітної конструкції (рис. 7.3). Широке застосування на практиці отримав батометр системи Рутнера (див. рис. 7.3, 1). Основна частина його - циліндр, виготовлений із металу або плексигласу, ємністю 1-5 л. Прилад забезпечений верхньою та нижньою кришками, що щільно закривають циліндр. Під воду батометр опускають із відкритими кришками. При досягненні необхідної глибини внаслідок сильного струшування мотузки кришки закривають отвори циліндра, який у закритому вигляді витягують на поверхню. Ув'язнену в циліндрі воду через бічний патрубок, з краном, зливають у приготовлену посудину.
При вивченні фітопланктону поверхневих шарів води відбирають проби, зачерпуючи воду в посудину певного обсягу. У водоймах з бідним фітопланктоном бажано відбирати проби об'ємом не менше 1 л паралельно з мережевими зборами, що дозволяють вловлювати нечисленні, порівняно великі об'єкти. У водоймах із багатим фітопланктоном об'єм кількісної проби можна зменшити до 0,5 л і навіть до 0,25 л (наприклад, при "цвітінні" води).
Згущення кількісних проб фітопланктону можна здійснювати двома методами, що дають приблизно однакові результати - осадовим та фільтраційним. Згущення проб осадовим методом проводять після їх попередньої фіксації та відстоювання в темному місці протягом 15-20 днів шляхом відсмоктування середнього шару води за допомогою скляної трубки, один кінець якої затягнутий млиновим ситом № 77 у кілька шарів, а другий з'єднаний з гумовим шлангом. Відсмоктування проводять дуже повільно та обережно, щоб не допустити порушення осаду та засмоктування поверхневого шару проби. Згущену таким способом пробу збовтують і, вимірявши її обсяг, переносять у посудину меншого розміру.
При згущенні проб методом фільтрації використовують "попередні", а при необхідності (якщо розміри планктонних організмів дуже малі) і бактеріальні фільтри. При цьому проби води попередньо не фіксують і фітопланктон вивчають у живому стані. Для тривалого зберігання фільтр з осадом фіксують у певному обсязі рідини.
Методи збору проб фітобентосу
Існуючі методи відбору проб фітобентоса передбачають збір водоростей, що мешкають на поверхні донних ґрунтів і відкладень, в їх товщі (глибиною до 1 см) і в специфічному придонному шарі води товщиною 2-3 см. Для вивчення видового складу фітобентоса достатньо витягти на поверхню ґрунту з відкладеннями. На мілководді (до 0,5-1,0 м глибини) це досягається за допомогою опущеної на дно пробірки або сифона - гумового шлангу зі скляними трубками на кінцях, в який засмоктують голубець (рис. 7.4, 1). На великих глибинах якісні проби відбирають за допомогою цебра або склянки, прикріпленої до палиці, а також різними грабельками, "кішками", драгами, дночерпателями, илососами, з яких найбільш простий у виготовленні та зручний у роботі илосос Перфільєва (рис. 7.4, 2) . Основна частина цього приладу – U-подібна трубка з нерівними кінцями. До короткого кінця трубки підведена тонка металева трубочка, до якої приєднаний довгий шланг гумовий з затискачем на вільному кінці. На цьому кінці U-подібної трубки за допомогою гумової пробки закріплена широкогорла склянка. На довгому відкритому кінці трубки прикріплено вантаж. Прилад за допомогою мотузки опускають на дно водоймища, де під дією вантажу довгий кінець U-подібної трубки врізається в товщу донних відкладень; після цього кінець гумового шланга, що залишився на поверхні, звільняють від затиску, даючи вихід повітрю, і мул з силою засмоктується в банку через довгий кінець трубки. Потім прилад витягають на поверхню, і вміст банки переносять у приготований для проби посуд. Для відбору кількісних проб фітобентосу використовують мікробентометр Володимирівна. Основна частина його - латунна трубка довжиною 25-30 см із внутрішнім діаметром 4-5 см, на підставі якого розраховують площу внутрішнього перерізу трубки. На верхньому кінці цієї трубки знаходиться втулка з конусоподібною лійкою, в яку на важелі герметично входить притерта кришка-клапан (рис. 7.5). Трубку з відкритою кришкою на розбірній дерев'яній штанзі опускають на дно і врізають нижнім заточеним кінцем в товщу донного грунту на кілька сантиметрів. Потягнувши за мотузку, закріплену на вільному кінці важеля, закривають верхню втулку кришкою трубки, після чого прилад обережно витягають на поверхню. При виході трубки з води нижній отвір трубки закривають долонею, щоб не допустити випадання ґрунту. Відкривши кришку, обережно зливають верхні шари води у скляний посуд до появи каламуті. Цю першу порцію води, що містить планктони, виливають за борт. Воду, що залишилися в трубці, або грунт легко струшують і переносять у приготований для проби посуд, попередньо замірявши її об'єм. Мікробентометр Володимировий зручний на глибинах 2,0-2,5 м.
Мал. 7.4. Прилади для збору проб фітобентосу: 1 – сифон; 2 - илосос Перфільєва; 3 - склянка для мулу; 4 - цебро для мулу; 5 – грабельки; 6 - "кішка"
Більш досконала модель мікробентометра, що дозволяє відбирати проби з будь-яких глибин, запропонована В. С. Трав'янком та Л. В. Євдокимовою (рис. 7.5). Мікробентометр Трав'янко та Євдокимової складається з трубки довжиною 30-35 см із внутрішнім діаметром 5-6 см, забезпеченої у верхній частині автоматично працюючим клапаном стабілізатора. На мірному мотузку трубку з відкритим клапаном у вертикальному положенні опускають за борт човна. Під дією закріпленого на приладі вантажу трубка врізається в товщу дна, при цьому клапан герметично замикає верхній отвір. За допомогою мотузки витягують прилад на поверхню; при виході його з води нижній отвір трубки закривають долонею. Потім верхній шар води зливають за борт через бічний патрубок, а трубку, що містить моноліт грунту і залишок води, відгвинчують від стабілізатора з клапанною коробкою, струшують і заміряючи об'єм, переносять пробу в приготовлений для неї посуд.
Методи збирання проб перифітону
Для вивчення видового складу перифітону наліт на поверхні різноманітних підводних предметів (гальки, щебеню, каменів, стебел та листя вищих водних рослин, раковин молюсків, дерев'яних та бетонованих частин гідротехнічних споруд та ін.) знімають за допомогою звичайного ножа або спеціальних скребків та ложек (рис 7.6). Однак при цьому гине багато цікавих організмів. Частина їх уноситься струмами води, органи (органели) прикріплення водоростей до субстрату руйнуються, порушується картина взаємного розміщення компонентів біоценозу. Тому краще збирати водорості разом із субстратом, який повністю або частково обережно витягують на поверхню води так, щоб течія не змила з нього водорості. Вилучений субстрат (або його фрагмент) разом з водоростями поміщають у приготовану для проби посудину і заливають або невеликою кількістю води з цієї водойми з метою подальшого вивчення зібраного матеріалу в живому стані, або 4%-м розчином формальдегіду.
Для кількісного обліку перифітону водорості ретельно змивають з поверхні видобутого субстрату за допомогою води та щітки над широкою судиною (кюветою, тазом), і, вимірявши обсяг змиву, переносять його в приготований для проби посуд. Крім обсягу змиву для кількісного обліку перифітон необхідно знати також площу субстрату, з якої змиті водорості. Для цього вказану поверхню накривають вологою тканиною і описують її контури чорнильним олівцем. Розрахунок площі проводять методом середньозважених площ: одержаний контур поверхні субстрату переводять на кальку і вирізують; з цього паперу вирізають квадрат зі стороною 1 см (площею 1 см 2) і зважують. Знаючи масу паперового квадрата і масу вирізаного з паперу контуру, розраховують потрібну площу.
При вивченні епіфітних водоростей, змитих зі стебел листя вищих водних рослин, кількісний облік ведеться в розрахунку не тільки на одиницю площі, а й на одиницю маси (сирої та повітряно-сухої) рослини-субстрату. Для цього ділянку рослини, з поверхні якої змиті епіфіти, зважують, потім висушують до повітряно-сухого стану і знову зважують.
Методи збирання наземних та ґрунтових водоростей
Наземні водорості, що утворюють пофарбовані нальоти і плівки на деревах, скелях, каменях, сирій землі, дахах і стінах будинків і т. п., збирають по можливості разом із субстратом у стерильні паперові пакети або в скляні посудини з 4%-м розчином формальдегіду . Методи збирання та вивчення ґрунтових водоростей описані у спеціальній літературі.
Етикетування та фіксація проб, ведення польового щоденника
Весь зібраний матеріал поділяють на дві частини з метою подальшого вивчення водоростей у живому та фіксованому стані. Живий матеріал поміщають у стерильні скляні судини, пробірки, колби, баночки, закриті ватними пробками, не заповнюючи їх догори, або стерильні паперові пакети. Для збереження водоростей у живому стані в експедиційних умовах водні проби пакують у вологий обгортковий папір і поміщають у ящики. Періодично проби розпаковують та виставляють на розсіяне денне світло для підтримки фотосинтетичних процесів та збагачення киснем. Незважаючи на всі запобіжні заходи, не весь зібраний матеріал вдається зберегти, тому для роботи з живим матеріалом короткі екскурсійні виїзди сприятливіші, ніж тривалі експедиції.
Матеріал, що підлягає фіксації, поміщають у чисто вимитий і висушений скляний нестерильний посуд (пробірки, пляшки, баночки), щільно закритий гумовими або корковими пробками. Водні проби фіксують 40% формальдегідом, який додають до проби у співвідношенні 1:10. Водорості, що знаходяться на твердому субстраті (на паперових фільтрах, гальці, порожніх раковинах молюсків тощо), заливають 4% розчином формальдегіду. Добре збереження водоростей та їх забарвлення забезпечує також розчин формальдегіду і хромових галунів (5 мл 4%-го формальдегіду і 10 г K 2 SО 4 ⋅ Cr 2 (SО 4) 3 ⋅ 24Н 2 Про 500 мл води). У польових умовах можна також використовувати розчин йоду з йодидом калію (10 г KI розчиняють у 100 мл води, додають 3 г кристалічного йоду та ще 100 мл води, струшують до повного розчинення кристалів, зберігають у темній склянці протягом декількох місяців), який додають до пробі у співвідношенні 1:5. Герметично закупорені фіксовані проби можна зберігати у темному місці протягом тривалого часу.
Усі зібрані проби ретельно етикетують. На етикетках, що заповнюються простим олівцем або пастою, що не змивається водою, вказують номер проби, час і місце збору та прізвище збирача. Ці ж дані паралельно фіксують у польовому щоденнику, який, крім того, заносять результати вимірювань pH, температури води і повітря, схематичний малюнок і докладний опис досліджуваного водоймища, що розвивається в ньому вищої водної рослинності та інші спостереження.
Методи якісного вивчення матеріалу
Зібраний матеріал попередньо переглядають під мікроскопом у живому стані в день збору, щоб відзначити якісний стан водоростей до настання змін, викликаних зберіганням живого матеріалу або фіксацією проб (утворення репродуктивних клітин, перехід у пальмеллеподібний стан, руйнування клітин, колоній, втрата джгутиків та рухливості тощо) д.). Надалі зібраний матеріал продовжують вивчати паралельно в живому та фіксованому стані. Робота з живим матеріалом є необхідною умовою успішного вивчення водоростей, що змінюють при фіксації форму тіла, форму і забарвлення хлоропластів, що втрачають джгутики, рухливість або навіть повністю руйнуються внаслідок впливу фіксаторів. Щоб зберегти зібраний матеріал живим, слід всіляко оберігати його від перегріву, забруднення фіксаторами, а вивчення приступати якнайшвидше.
Водорості в живому стані залежно від їх розмірів та інших особливостей вивчають за допомогою бінокулярної стереоскопічної лупи (МБС-1) або частіше за допомогою світлових мікроскопів різних марок з використанням різних систем окулярів і об'єктивів, у світлі, що проходить, або методом фазового контрасту, з дотриманням звичайних правил мікроскопування
Для мікроскопічного вивчення водоростей готують препарати: на предметне скло наносять краплю рідини, що досліджується, і накривають її покривним склом. Якщо водорості живуть поза водою, їх поміщають у краплю водопровідної води або обводненого гліцерину. При тривалому вивченні препарату рідина під покривним склом поступово підсихає і слід додавати. Для зменшення випаровування по краях покривного скла наносять тонкий шар парафіну.
При необхідності тривалих спостережень над тим самим об'єктом хороший результат дає метод висячої краплі. На чисте покривне скло наносять маленьку краплю досліджуваної рідини, після чого покривне скло, краї якого покриті парафіном, парафіновою олією або вазеліном, накладають краплею вниз на спеціальне предметне скло з лункою посередині так, щоб крапля не торкалася дна лунки (мал. 7.7). Такий препарат можна вивчати протягом кількох місяців, зберігаючи його у перервах між роботою у вологій камері.
При вивченні водоростей, що мають монадну структуру, серйозною перешкодою є їхня рухливість. Однак при підсиханні препарату рух поступово сповільнюється та зупиняється. Уповільнення руху сприяє також обережне нагрівання препарату або додавання вишневого клею. Рухливі водорості рекомендується фіксувати парами оксиду осмію (IV) (при цьому добре зберігаються джгутики), кристалічного йоду (фіксація парами йоду дозволяє не тільки зберегти джгутики, але й пофарбувати крохмаль, якщо він є, у синій колір, що має діагностичне значення), 40 %-го формальдегіду, слабким розчином хлоралгідрату або хлороформом. Тривалість експозиції над парами фіксаторів встановлюють експериментально залежно від специфіки об'єкта. Найбільш зручні вивчення слабо фіксовані препарати, у яких частина водоростей втратила рухливість, інші продовжують повільно рухатися. Препарати слід вивчати негайно після фіксації, оскільки протягом короткого періоду часу водорості (особливо позбавлені клітинних оболонок) деформуються.
У багатьох випадках, крім порівняльно-морфологічного аналізу ознак, вдаються до цитологічних методів вивчення матеріалу. При вивченні внутрішньоклітинних структур, особливо у дрібних джгутикових, застосовують прижиттєве фарбування за допомогою слабких (0,005-0,0001%-х) розчинів нейтрального червоного, метиленового блакитного, нейтрального блакитного, трипанового червоного, діаманткрезилового синього, конго червоного, зеленого чітко виявити клітинну оболонку, папіли, слиз, вакуолі, мітохондрії, апарат Гольджі та інші органели.
Багато барвників дають хороший результат лише після застосування спеціальних методів фіксації (при вивченні фіксованих формальдегідом проб успішне застосування барвників можливе лише після ретельного відмивання досліджуваного матеріалу дистильованою водою). Найкращий фіксатор для цитологічного дослідження водоростей, у тому числі вивчення їх ультраструктури - 1-2% розчин оксиду осмію (IV) (розчин не підлягає тривалому зберіганню). Водорості, що не мають клітинних оболонок, добре та швидко фіксуються метанолом. Розчин Люголя (1 г йодиду калію та 1 г кристалічного йоду у 100 мл води) не тільки добре фіксує водорості, але й одночасно забарвлює крохмаль у синій колір.
Забарвлення ядер. Для вивчення ядер успішно використовують спиртово-оцтовий фіксатор Кларка (3 частини 96% етилового спирту і 1 частина крижаної оцтової кислоти) або рідина Карнуа (6 частин 96% етилового спирту, 3 частини хлороформу і 1 частина крижаної оцтової кислоти). Водорості витримують у свіжоприготовленому розчині фіксатора протягом 1-3 год, потім промивають 96% етиловим спиртом (2 хв) і водою (10 хв). Слід наголосити, що при цитологічному вивченні водоростей у більшості випадків залежно від специфіки об'єктів експериментальним шляхом підбирають найбільш ефективні фіксатори, барвники та час експозиції.
При фарбуванні ядер ацетокарміновим методом попередньої фіксації спиртово-оцтовим фіксатором піддаються лише водорості, які мають товсті клітинні оболонки. Для підготовки барвника 2 г карміну кип'ятять у 400 мл 45%-ї крижаної оцтової кислоти протягом 4 год, користуючись зворотним холодильником. За відсутності останнього можна використовувати звичайну скляну лійку. Отриманий темно-червоний розчин охолоджують, фільтрують та зберігають необмежено довго у посудині з темного скла. У краплю води з водоростями на предметному склі додають трохи барвника, накривають покривним склом та спостерігають фарбування під мікроскопом. Іноді для кращого фарбування препарат обережно нагрівають над полум'ям газового пальника, не допускаючи кипіння під покривним склом. Крім ядер фарбуються базальні тіла джгутиків, вакуолі та піреноїди.
Для вивчення мітозу та цитохімічного виявлення ДНК незамінна реакція Фельгену, що викликає червоне фарбування ядерного хроматину; при цьому решта цитоплазми залишається безбарвною. Для проведення реакції Фельгену готують три розчини. Розчин А: 82,5 мл концентрованої соляної кислоти змішують із 1000 мл дистильованої води. Розчин Б (реактив Шиффа): 1 г основного фуксину розчиняють у 200 мл окропу, охолоджують до 50°С, фільтрують, додають 20 мл розчину А і після охолодження до 25°С розчиняють 1 г безводного Na 2 SО 4 а потім вносять 300 мг активованого вугілля; через 24 години цей розчин повинен повністю знебарвитися, якщо він зберігає жовте забарвлення, слід приготувати новий розчин. Розчин: 200 мл води змішують з 10 мл 10%-го Na 2 SО 4 і 10 мл розчину А.
Після обробки спиртово-оцтовим фіксатором матеріал занурюють на 6-8 хв (час експозиції підбирають експериментально) розчин А, нагрітий до 60°С, потім на мить - в холодний розчин А, обполіскують водою і занурюють на 1 год в розчин Б; потім після триразового промивання розчином прополіскують водою і готують постійний препарат. Слід зазначити, що деякі водорості, наприклад видів пологів Spirogyra Link, Oscillatoria Vauch., ДНК у присутності реактиву Шиффа дає дуже слабку реакцію Фельгена.
Досить часто для фарбування ядер водоростей застосовують гематоксилін. Свіжоприготовані розчини гематоксиліну не мають барвної здатності. Вона проявляється через деякий час після "дозрівання" розчину, при якому відбувається окислення гематоксиліну. Найчастіше для водоростей використовують гематоксилін Гейденгайна та гематоксилін Делафільда. Перший барвник дозріває досить швидко, друге приготування займає кілька місяців. Для фарбування гематоксиліном Гейденгайна готують два розчини. Розчин А містить 2,5 г залізоаміачних галунів в 100 мл води, розчин Б - 10 мл 10% спиртового розчину гематоксиліну (на абсолютному етиловому спирті) в 90 мл води. Розчин Б повинен мати інтенсивне винно-червоне забарвлення. Промитий після фіксації матеріал протруюють протягом 6-12 год (залежно від специфіки об'єкта) у розчині А, а потім швидко прополіскують дистильованою водою і забарвлюють у розчині Б протягом 12-24 год (також залежно від об'єкта). Поле фарбування матеріал диференціюють при постійному контролі в розчині А потім знову швидко обполіскують дистильованою водою і промивають у воді протягом 10-30 хв. Хроматинові структури ядер, базальні тіла джгутиків та мітохондрії забарвлюються у чорний колір (рис. 7.8, 1).
Метод Гімза дозволяє диференційовано забарвлювати ядра та інші клітинні органели. Водорості, позбавлені клітинної оболонки, фіксують метанолом чи оксидом осмію (IV); інші фарбують після гідролізу оксидом хлороводню. Перед фарбуванням рекомендується протягом декількох хвилин матеріал піддавати 1 н. НСl при 60°С. Потім кислоту ретельно відмивають дистильованою водою. Для фарбування використовують розведений барвник: 1-2 краплі основного барвника на 1 мл води; час фарбування 20-60 хв. Забарвлені препарати швидко обполіскують дистильованою водою, проводять через безводний ацетон, суміш ацетону та ксилолу у співвідношенні 2:1, ацетону та ксилолу у співвідношенні 1:2, ксилол і укладають у кедрова олія. Ядерний хроматин і хромосоми забарвлюються в червоний - червоно-фіолетовий колір, ядерця - у синій, хлоропласти - у світло-синій (піреноїди залишаються безбарвними), а джгутики та їх базальні тіла - у світло-червоний колір.
Забарвлення клітинної оболонки. Для вивчення хімічної природи клітинної оболонки використовують 0,01% розчин рутину червоного (реактив на пектинові речовини) і хлор-цинк-йод (20 г хлориду цинку, 6,5 г йодиду калію, 1,3 г кристалічного йоду в 10, 5 мл води), що фарбує целюлозу в синій колір. Для виявлення структури поверхні клітинної оболонки та папіл користуються 0,1%-м водним розчином генціанвіолету, що добре забарвлює також слиз. Для виявлення слизу, крім того, застосовують туш, яка, не проникаючи всередину слизу, робить її добре помітною. Деталі структури поверхні клітинних покривів добре видно в 5% водному розчині нігрозину. Для вивчення будови клітинних оболонок нитчастих водоростей їх обробляють розчином КОН, а потім фарбують конго червоним.
Забарвлення джгутиків. Джгутики вивчають у світловому мікроскопі за допомогою фарбування за Лефлером. Для цього матеріал фіксують оксидом осмію (IV), на короткий час занурюють абсолютний спирт і залишають висохнути. Потім додають кілька крапель барвника (суміш 100 мл 20% водного розчину таніну, 50 мл насиченого водного розчину FeSО 4 і 10 мл насиченого спиртового розчину основного фуксину) і нагрівають над полум'ям пальника, не доводячи до кипіння, до появи пари. Після ополіскування дистильованою водою препарат протягом 10 хв дофарбовують карболфуксином (100 мл 5%-го водного розчину свіжоперегнаного фенолу і 10 мл насиченого спиртового розчину фуксину основного; суміш відстоюють протягом 48 год, потім фільтрують і зберігають протягом тривалого часу дистильованою водою, дають висохнути і укладають у канадський бальзам. Цим методом можна встановити наявність або відсутність на джгутиках волосків (рис. 7.8, 2, 3). Спостереження над довжиною джгутиків, характером їхнього руху, місцем прикріплення проводять на живому матеріалі методом фазового розмаїття.
Вивчення хлоропластів, стигми; забарвлення піреноїдів. Хлоропласти слід вивчати живому матеріалі, оскільки за фіксації вони деформуються. Також важко зберегти стигму. Білкове тіло піреноїду після попередньої фіксації добре забарвлюється Альтманом. Барвник складається з 1 частини насиченого розчину пікринової кислоти в абсолютному етиловому спирті, 7 частин 50% етилового спирту і 1 частини насиченого водного розчину фуксину. Забарвлення триває не менше 2 год. Забарвлення білкових тіл піреноїдів можна здійснити і без попередньої фіксації матеріалу за допомогою оцтового азокарміну С. До 4 мл крижаної оцтової кислоти додають 55 мл води і 5 г азокарміну С. Отриману суміш кип'ятять близько години, користуючись охолоджують, фільтрують і зберігають у посудині з темного скла. Розчин барвника додають краплю води з водоростями на предметному склі, накривають покривним склом і спостерігають під мікроскопом. Білкове тіло піреноїду забарвлюється в інтенсивний червоний колір, решта клітини – у світло-рожевий (рис. 7.8, 4).
Виявлення асимілятів. Крохмаль забарвлюється у синій колір під впливом будь-яких реактивів, що містять йод. Найбільш чутливий з них – хлорал йоду (дрібні кристалики йоду в розчині хлоралгідрату) – дозволяє виявити найбільш дрібні зернятка крохмалю та відрізнити крохмаль навколо піреноїду від строматичного (рис. 7.8, 5, 6). Присутність парамілону можна виявити, розчиняючи його 4% КОН. Наявність хризоламінарину виявляється лише з допомогою дуже складних мікрохімічних реакцій. Олія та жири забарвлюються суданом III (0,1 г Судану III у 20 мл абсолютного етилового спирту) у червоний колір або оксидом осмію (IV) – у чорний (рис. 7.8, 7).
Вивчення вакуолей. Вакуолі з клітинним соком стають помітнішими завдяки прижиттєвому забарвленню слабким розчином нейтрального червоного. Пульсуючі вакуолі можна спостерігати на живому матеріалі у світловому мікроскопі завдяки їхньому періодичному наповненню та спорожненню. Застосування фазово-контрастного пристрою, додавання 1% водного розчину таніну, а також фіксація матеріалу оксидом осмію (IV) полегшують виявлення цих органел.
Забарвлення мітохондрій. Мітохондрії добре забарвлюються при вільному доступі кисню 0,1% розчином зелені Януса (рис. 7.8, 8). Тому краплю води з водоростями на предметному склі накривають покривним склом лише згодом після додавання барвника.
Забарвлення апарату Гольджі. Апарат Гольджі під час фіксації матеріалу оксидом осмію (IV) темніє. Його можна пофарбувати також 0,5% водним розчином трипанового блакитного; 0,01% водний розчин метиленового блакитного забарвлює вміст клітини в синій колір, в той час як апарат Гольджі залишається безбарвним.
Методи виготовлення постійних препаратів
Для виготовлення постійних препаратів використовують гліцерин-желатину. Одну вагову частину желатину наполягають у 6 вагових частинах дистильованої води протягом декількох годин, потім додають 7 вагових частин чистого гліцерину та кристал антисептика, наприклад, тимолу або карболової кислоти. Суміш нагрівають на водяній бані, помішуючи скляною паличкою, до розчинення желатини. Для осадження калачі додають сирий яєчний білок і фільтрують через паперовий фільтр, користуючись лійкою для гарячого фільтрування і часто змінюючи папір. Охолола гліцерин-желатину має бути прозорою. При вживанні її розплавляють нагріванням на водяній бані. Це середовище добре поєднується з водою, тому при її застосуванні відпадає необхідність у тривалому сушінні матеріалу.
Препарати готують наступним чином: водорості з води переносять у краплю гліцерину та на деякий час залишають підсохнути; потім краплю розплавленої гліцерин-желатин наносять на нагріте предметне скло, переносять у неї водорості і накривають покривним склом; після повного застигання гліцерин-желатини краю покривного скла покривають лаком. Такі препарати можна зберігати в горизонтальному положенні протягом кількох років.
Ще довше зберігаються препарати, укладені в канадський бальзам або синтетичні смоли на метилметакрилатній основі. Останні швидко тверднуть, прозорі, хімічно нейтральні і мають відповідний індекс світлозаломлення. Перед укладанням в канадський бальзам або синтетичні смоли матеріал повинен бути повністю зневоднений проводкою через спирти зростаючої міцності до абсолютного і гвоздикового масла або ксилол, які сприяють його просвітленню. Матеріал, пофарбований методом Гімза, поміщають у кедрова олія, яка згодом застигає, в якій фарби зберігаються необмежено довго.
Особливі методи виготовлення препаратів застосовують щодо Bacillariophyta, Dinophyta і Desmidiales, систематика яких базується на структурі клітинних покривів (див. ). Підготовка діатомових до мікроскопування полягає у знищенні всіх органічних речовин, що затемнюють структуру панцира. Це досягається або прожарюванням матеріалу, або обробкою його концентрованими мінеральними кислотами, зокрема сірчаною кислотою. При використанні першого методу краплю суспензії, звільнену від домішок і містить діатомових клітин, наносять на чисте знежирене покривне скло, підсушують і, помістивши на слюдяну пластинку, прожарюють над полум'ям пальника або на електричній плитці до повного згоряння всіх органічних речовин (протягом півгодини і більше ). При вивченні бентосних діатомей, що мають потужні панцирі, прожарювання проводять в електропечі при температурі 450°С. Якщо покривне скло при тривалому нагріванні плавиться, матеріал прожарюють на слюдяних пластинках, а потім переносять на покривне скло. Метод прожарювання дозволяє зберегти найбільш дрібні та ніжні панцирі планктонних видів, що не порушує природне розташування клітин у колонії, вимагає невеликої кількості досліджуваного матеріалу. Однак зразки, забруднені великою кількістю органічних речовин, краще обробляти хімічним способом.
При холодній обробці кислотами проби попередньо очищають від грубих органічних та мінеральних домішок на годинниковому склі, відмивають від формаліну та солей дистильованою водою шляхом відстоювання або центрифугування. Отриманий осад на кілька діб заливають концентрованою сірчаною кислотою, потім додають кілька кристалів дихромату або нітрату калію і промивають кілька разів дистильованою водою з подальшим центрифугуванням до повного відмивання від кислоти.
Поруч із холодним методом застосовують гарячу обробку кислотами. При цьому водорості попередньо кип'ятять протягом 10-15 з розведеною соляною кислотою, а потім відмивають від неї. Отриманий осад з мінімальною кількістю води переносять у колбу, додають чотири-п'ятикратну за обсягом кількість концентрованої сірчаної або азотної кислоти, заповнюючи колбу не більше ніж наполовину, і кип'ятять на водяній або піщаній бані під витяжкою протягом 15 хв - 1 год. додаванням кристалів KNO 3 . Після її охолодження осад піпеткою переносять у пробірку з водою, обережно додаючи кислоту з діатомовими у воду, щоб уникнути закипання та розбризкування кислоти, і осад відмивають до нейтральної реакції.
Отриманий після прожарювання або обробки кислотами матеріал консервують 2-3% формальдегідом для подальшого зберігання або безпосередньо використовують для виготовлення постійних препаратів. З цією метою на тонке, чисте, знежирене покривне скло наносять суспензію з клітинами діатомей і висушують. На предметне скло поміщають невелику кількість синтетичної смоли (плевракс, гіракс та ін) з індексом світлозаломлення вище 1,6, розтоплюють її над полум'ям пальника і накривають покривним склом з досліджуваним матеріалом, обережно натискаючи на нього і розрівнюючи тонке середовище. Надлишки середовища знімають за допомогою ксилолу.
Діатомові, що мають дуже тонкі і ніжні панцирі, вивчають на сухих препаратах з повітряним середовищем. Для їх виготовлення суспензію з діатомових клітинами наносять на покривне скло, висушують, кладуть на предметне скло і заклеюють по краях лаком.
При вивченні Desmidiales і панцирних Dinophyta матеріал обробляють журавлевою водою, що сприяє його освітленню. Для приготування жалевої води в 100 частинах води розтирають 20 частин хлорного вапна, доливають 100 частин 15% розчину карбонату калію і відстоюють протягом декількох годин, після чого суміш багаторазово збовтують. До фільтрату поступово додають розчин карбонату калію до припинення появи осаду. Після повторної фільтрації рідину зливають у щільно закривається посудину з темного скла і зберігають у темряві. Досліджуваний матеріал беруть в облогу центрифугуванням, осад заливають на 1-2 доби жалевою водою, щільно закриваючи судину пробкою. Оброблений таким чином матеріал 2-3 рази відмивають дистильованою водою. Панцирі динофітових для виявлення їх структури рекомендують після просвітлення водою жалів підкрашувати трипановим блакитним або спиртовим розчином йоду.
Для декальцинування водоростей, інкрустованих вапном (наприклад, Charophyceae), або живуть у вапняних породах (свердлущі водорості), застосовують молочну кислоту, що сприяє також просвітленню препарату, а за відсутності її використовують соляну кислоту.
Методи вимірювання розмірів водоростей
При вивченні видового складу водоростей вимірюють їх розміри, що є важливими діагностичними ознаками. Для вимірювання мікроскопічних об'єктів застосовують окуляр-мікрометр із вимірювальною лінійкою (рис. 7.9). Ціну поділів окуляр-мікрометра визначають за допомогою об'єкт-мікрометра (предметне скло з нанесеною на ній лінійкою, ціна кожного поділу якої 10 мкм; рис. 7.9), індивідуально для кожного мікроскопа та об'єктива (докладніше див.). При вивченні лінійних розмірів водоростей бажано проводити вимірювання якомога більшої кількості екземплярів (10-100) з наступною статистичною обробкою отриманих даних.
Всі об'єкти, що вивчаються, слід ретельно замальовувати за допомогою рисувальних апаратів (РА-4, РА-5) і паралельно фотографувати, користуючись мікрофотонасадкою (МФН-1, МФН-2).
При ідентифікації водоростей слід досягати точності визначення. Вивчаючи оригінальний матеріал, необхідно відзначати будь-які, навіть незначні відхилення від діагнозу у розмірах, формі та інших морфологічних особливостях, фіксувати їх у своїх описах, на малюнках, мікрофотографіях.
При якісній обробці проб бажано визначити частоту окремих видів, користуючись при цьому умовними позначеннями. Існують різні шкали для оцінки частоти народження водоростей. Як приклад нижче наводиться шкала Стармаха: + - Дуже рідко (вид присутній не в кожному препараті); 1 - одинично (1-6 екземплярів у препараті); 2 – мало (7-16 екземплярів у препараті); 3 - порядно (17-30 екземплярів у препараті); 4 – багато (31-50 екземплярів у препараті); 5 - дуже багато, абсолютна перевага (понад 50 екземплярів у препараті).
Все ширше у практиці альгологічних досліджень використовується трансмісійна та скануюча електронна мікроскопія. Методи підготовки препаратів та вивчення їх за допомогою трансмісійного та скануючого електронного мікроскопа описані у спеціальній літературі.
Методи кількісного обліку водоростей
Кількісному обліку можуть піддаватися лише кількісні проби фітопланктону, фітобентосу та перифітону. Дані про чисельність водоростей є вихідними для визначення їх біомаси та перерахунку інших кількісних показників (змісту пігментів, білків, жирів, вуглеводів, вітамінів, нуклеїнових кислот, зольних елементів, інтенсивності дихання, фотосинтезу тощо) на одну клітину або на одиницю біомаси . Чисельність водоростей може бути виражена в кількості клітин, цінобіїв, колоній, відрізків ниток певної довжини та ін.
Підрахунок чисельності водоростей здійснюють на спеціальних рахункових стеклах (розграфлених на смуги та квадрати), на поверхню яких штемпель-піпеткою (рис. 7.10, 1) певного об'єму (здебільшого 0,1 см 3) наносять краплю води з ретельно перемішаної досліджуваної проби. За відсутності лічильного скла можна користуватися звичайним предметним склом за умови переміщення його на столику мікроскопа за допомогою препаратів. Якщо ні штемпель-піпетки, використовують звичайну градуйовану піпетку, відрізавши нижню відтягнуту її частину, щоб зробити вхідний отвір ширшим. Для обліку чисельності водоростей застосовують також рахункові камери Нажотта об'ємом 0,01 см 3 (рис. 7.10, 2), "Учинську" (0,02 см 3) та ін. об'ємом 0,9 мм 3 (рис. 7.10, 3, 4), Фукса-Розенталя та ін. При використанні камер Горяєва та Фукса-Розенталя покривне скло ретельно притирають до бокових поверхонь предметного рахункового скла до появи кілець Ньютона, а потім заповнюють камеру краплею досліджуваної проби за допомогою піпетки. Залежно кількості організмів у досліджуваної пробі можна прораховувати або всі, або частина доріжок (квадратів) лежить на поверхні лічильного скла. Необхідно обов'язково проводити повторні підрахунки кількох (не менше трьох) крапель з однієї і тієї ж проби, щоразу відбираючи піпеткою зразок для підрахунку після ретельного збовтування проби.
Розрахунок чисельності фітопланктону. При дослідженні кількісних проб фітоплактону (або культуральної суспензії водоростей) перерахунок чисельності організмів на 1 л води виробляють за формулою
де N - кількість організмів в 1 л води досліджуваного водоймища (культуральної рідини); k - коефіцієнт, що показує скільки разів об'єм лічильної камери менше 1 см 3 ; n – кількість організмів, виявлених на переглянутих доріжках (квадратах); А - кількість доріжок (квадратів) на лічильній платівці (у камері); а - кількість доріжок (квадратів), у яких здійснювався підрахунок водоростей; V - початковий обсяг відібраної проби (див. 3); υ - обсяг згущеної проби (див. 3).
Розрахунок чисельності бентосу та перифітону. При вивченні кількісних проб фітобентосу та перифітону, в яких зазвичай переважають порівняно великі організми, користуються переважно штемпель-піпеткою об'ємом 0,1 см 3 . Розрахунок чисельності водоростей у пробах бентосу та перифітону ведуть на 10 см 2 поверхні субстрату за формулою
де N - кількість організмів на 10 см 2 поверхні субстрату; n - число організмів у прорахованій краплі води об'ємом 0,1 см 3; - обсяг проби (см 3); 5 - площа перерізу трубки в мікробентометрі (для бентосних проб) або площа поверхні субстрату, з якого змиті водорості (для проб обростання) (см 2).
Розрахунок чисельності епіфітних водоростей. При вивченні епіфітних водоростей їх чисельність, крім того, розраховують на 1 г сирої (або повітряно-сухої) маси рослини-субстрату за такою формулою:
де N - число організмів на 1 г сирої (повітряно-сухої) маси рослини-субстрату; n - число організмів у прорахованій краплі води об'ємом 0,1 см 3; - обсяг проби (см 3); Р - сира або повітряно-суха маса (г) тієї ділянки рослини-субстрату, з якої були змиті епіфіти.
Кількісний вміст водоростей у пробах найбільш повно відображають показники їхньої біомаси, які визначають за допомогою лічильнооб'ємного, вагового, об'ємного, різноманітних хімічних (радіовуглецевого, хлорофілового та ін.) методів.
Визначення біомаси. Для визначення біомаси водоростей рахунково-об'ємним методом необхідно розташовувати дані про їх чисельність у кожній конкретній пробі для кожного виду окремо та їх середніх обсягах (для кожного виду з кожної конкретної проби). Існують різні методи визначення об'єму тіла водоростей. Найбільш точним вважається стереометричний метод, при використанні якого тіло водорості прирівнюється до якогось геометричного тіла або комбінації таких тіл, після чого їх обчислюють за відомими в геометрії формулами на підставі лінійних розмірів конкретних організмів. Іноді користуються готовими, обчисленими раніше середніми обсягами тіла для різних видів водоростей, які наводяться у роботах багатьох авторів (див. бібліографічні посилання на с. 318). Відносну густину по воді прісноводних водоростей приймають зазвичай за 1,0-1,05, гіпергалобних - за 1,1-1,2. Біомасу розраховують для кожного виду окремо, а потім підсумовують. Рахунково-об'ємний метод визначення біомаси широко використовують у практиці гідробіологічних досліджень щодо кількісних співвідношень різних компонентів біоценозів, закономірностей розподілу водоростей у різних біотопах однієї й тієї водойми чи різних водоймах, сезонної і багаторічної динаміки розвитку водоростей та інших.
При інтенсивному розвитку водоростей можна скористатися ваговим способом. При цьому досліджувану пробу фільтрують через попередньо висушений і зважений паперовий фільтр (паралельно через контрольні фільтри дистильовану воду фільтрують). Потім фільтри зважують і сушать у сушильній шафі при 100°З постійної маси. На підставі отриманих даних обчислюють суху та сиру масу осаду. Надалі шляхом спалювання фільтрів у муфельній печі можна визначити вміст осаду органічних речовин.
Недоліки цього методу полягають у тому, що він дає уявлення лише про сумарну масу всіх зважених у пробі органічних та неорганічних речовин, живих організмів та неживих домішок, тваринного та рослинного походження. Внесок представників окремих таксонів у цю сумарну масу можна приблизно виразити в масових частках після підрахунку під мікроскопом їх співвідношення в кількох полях зору.
Найбільш повне уявлення про біомасу водоростей можна отримати, поєднуючи кілька різних методів дослідження.
Планктонні водорості (фітопланктон)
Фітопланктон- Сукупність дрібних, переважно мікроскопічних водоростей, що вільно плавають у товщі води. Це основна екологічна група водоростей, що продукує первинну органічну речовину, без якої неможливо уявити все живе у водоймі. У процесі еволюції планктонні водорості виробили низку пристроїв, що дозволяють їм досить довгий час перебувати у воді у зваженому стані. У планктонних водоростей, що не мають джгутиків, збільшення плавучості досягається значною мірою відповідною формою тіла та наявністю різноманітних виростів і придатків, щетинок, рогових відростків, перетинок та ін. Інші форми планктонних водоростей представлені плоскими або порожнистими колоніями, які рясно виділяють слиз. Багато водоростей накопичують у клітинах речовини з питомою вагою менше одиниці (наприклад, жир, олія) або утворюють газові вакуолі. Одна з особливостей планктонних водоростей, що дозволяють їм існувати в товщі води у зваженому стані, – дрібні розміри тіла. Завдяки дрібним розмірам, а отже, і невеликій масі, планктонні водорості не так швидко опускаються на дно водойми.
Планктонні водорості мешкають у найрізноманітніших водоймах від озер, водосховищ до невеликих калюж. Типовий фітопланктон особливо характерний для великих водойм.
Залежно від розмірів, фітопланктонні водорості поділяються на мезо-, мікро- та нанопланктонні.
До мезопланктонних фітопланктерів відносять водорості розміром 1-5мм. Це нечисленна група колоніальних організмів. Sphaeronostoc kihlmaniта ін.). Водорості з розміром тіла від 50 мкм до 1 мм відносяться до групи мікропланктонних організмів. Нанопланктонні організми мають тіло розміром менше 50 мкм. При відборі проб планктонною мережею вони легко проходять через дрібнокомірчасту тканину.
У планктоні прісних водойм найбільшою різноманітністю відрізняються зелені, діатомові водорості і ціанеї. З зелених рясно представлені одноклітинні, ценобіальні та колоніальні вольвоксові (види р.). Chlamydomonas, Gonium, Pandorina, Eudorina, Volvox) та хлорококові (види р. Pediastrum, Scenedesmus, Oocystis, Golenkinia, Sphaerocystis, Chlorella, Kirchneriella, Ankistrodesmus та ін.). Характерними представниками діатомових водоростей у планктоні є види пологів Мелосіра, Fragilaria, Tabellaria, Asterionella, Cyclotella.З ціанів часто і рясно зустрічаються як планктери. Microcystis, Anabaena, Aphanizomenon, Gloeotrichiaта ін. З джгутикових форм у прісноводному планктоні звичайні динофітові - Ceratiumі Peridinium; із золотистих – види пологів Dinobryon, Mallomonas, Uroglena, Synuraта ін.; з евгленових – види пологів Trachelomonas, Phacus, Euglenaта ін Останні рясно розвиваються в дрібних водоймах, що добре прогріваються.
У м'якій воді заболочених водойм та боліт розвиваються численні представники десмідієвих: види пологів Closterium, Cosmarium, Euastrum, Staurastrum, Micrasterias, Xanthidium, Desmidiumта ін.
Загалом у різних водоймах та водотоках Білорусі відмічено близько 1000 видів планктонних водоростей.
Видовий склад фітопланктону та його чисельність різноманітні у різних водоймах і навіть у одному водоймі у різний час року, залежить від сукупності багатьох чинників. Найважливішими є світловий, температурний і хімічний режим, і навіть антропогенний вплив. Останнє в одних випадках призводить до збіднення фітопланктону, в інших – значного підвищення його продуктивності. При попаданні у воду великої кількості біогенних речовин спостерігається бурхливий розвиток планктонних водоростей, що фарбують воду в зелений, синьо-зелений та інші кольори. Таке явище отримало назву "цвітіння" води, при якому в 1 л води містяться мільйони клітин планктонних водоростей. Внаслідок їх масового розкладання виділяється сірководень та інші токсичні речовини, що може призвести до загибелі зооценозів водойми. Слід врахувати і те, що токсичні речовини виділяються деякими водоростями (наприклад, видами Microcystis) у процесі їх життєдіяльності.
Дія освітленості як екологічного чинника наочно проявляється у вертикальному розподілі фітопланктону. В озерах, наприклад, планктонні водорості мешкають зазвичай у верхніх шарах води, але можуть розвиватися і на глибині 10-15 м. Дуже вимогливі до освітлення зелені водорості і більшість видів ціанів, що розвиваються найінтенсивніше в літній період. Так, водорості пологів Microcystis, Anabaena, Aphanizomenonв масі розвиваються тільки біля поверхні води. Менш вимогливі до світла діатомові водорості. Більшість із них у малопрозорих водах озер та водосховищ інтенсивніше розвивається на глибині 2–3 м.
Температурний фактор – також один із найбільш важливих, що впливають на склад та розподіл фітопланктону. Відомі види, що розвиваються лише у холодноводних водоймах; є види, що існують у водоймах із теплою водою. Багато водоростей здатні жити у водоймах, де діапазон коливань температури дуже великий.
Так як температурний оптимум у різних видів планктонних водоростей не збігається, відбувається зміна видового складу сезонів (сезонна сукцесія). Вегетаційний цикл фітопланктону починається у березні-квітні. У цей час масовими планктерами є дрібні джгутикові. Chromulina, Cryptomonas, підвищується чисельність холодноводних видів діатомових – Мелосіра, Diatoma. У другій половині весни бурхливо розвивається холодноводний діатомовий комплекс. Влітку з'являються помірно тепловодні діатомові – Asterionella, Tabellaria, Інтенсивніше розвиваються зелені та синьо-зелені водорості. У другій половині літа максимального розвитку досягають синьо-зелені та зелені водорості, які можуть спричинити «цвітіння» води. З діатомових у період відзначаються тепловодні представники пологів Fragilariaі Melosira granulata. Восени знову починають більш інтенсивно розвиватися холодноводні діатомові спільно з синезеленими водоростями, що продовжують розвиток.
Вода природних водойм містить різні хімічні сполуки, необхідні розвитку фітопланктону. Найважливіші – мінеральні солі (біогенні елементи). З мінеральних солей у розвиток фітопланктону (і водоростей загалом) необхідні солі азоту і фосфору. Як правило, у водоймищах цих сполук явно недостатньо. Елементами харчування водоростей є залізо та кальцій. До залізолюбних водоростей відносяться багато діатомових, десмідієвих. Кремній необхідний формування панцира діатомей. Магній, калій та сірка – також необхідні елементи для водоростей, але у воді їх завжди достатньо.
Планктонні водорості є основними, а нерідко і єдиними продуцентами первинної органічної речовини, яка необхідна для існування всього живого у водоймах. Планктонні водорості беруть активну участь у самоочищенні водойм. З відмираючих планктонних водоростей формується мули, сапропелі та інші відкладення. Планктонні водорості використовуються як індикатори забрудненості води. Вони можуть бути джерелом білків, вітамінів та сировини для багатьох галузей промисловості.
Водорості можна збирати з ранньої весни до пізньої осені, а наземні – на місцях, не вкритих снігом протягом усього року.
Для їх збору необхідно брати банки з широким горлом і добре пригнаними пробками, сумку для них, ніж, гострий скребок, планктонну сітку, бульбашку з формаліном, коробки або поліетиленові мішки для збору наземних водоростей, паперу для етикеток, записник, олівець.
Методи збирання та вивчення водоростей визначаються насамперед еколого-морфологічними особливостями представників різних відділів та екологічних угруповань. Розглянемо основні методи збирання та вивчення водоростей різних водойм для цілей флористико-систематичних та частково гідробіологічних досліджень.
Збір фітопланктону.Вибір методу відбору проб фітопланктону залежить від типу водойми, ступеня розвитку водоростей, завдань дослідження, наявних приладів, обладнання тощо. З метою вивчення видового складу фітопланктону при інтенсивному розвитку останнього воду достатньо зачерпнути з водойми, а при слабкому застосовуються попереднього концентрування мікроорганізмів, що у товщі води. Одним із таких методів є фільтрування води через планктонні мережі (опис планктонної мережі та інших пристроїв та приладів для збирання водоростей (Топачівський, Масюк, 1984)).
При зборі планктону поверхневих шарів водоймища планктонну мережу опускають у воду так, щоб верхній отвір мережі знаходився на відстані 5-10 см над поверхнею води. Посудиною певного об'єму черпають воду з поверхневого шару (до 15-20 см глибини) і виливають її в мережу, відфільтровуючи таким чином 50-100 л води. На великих водоймах планктонні проби відбирають з човна: планктонну мережу тягнуть на тонкій мотузці за човном, що рухається, протягом 5- 10 хв. Для вертикальних зборів планктону використовують мережі особливої конструкції. На невеликих водоймищах планктонні проби можна збирати з берега, обережно черпаючи воду судиною попереду себе і фільтруючи її через мережу або закидаючи мережу на тонкій мотузці у воду і обережно витягаючи її. Такий спосіб дає змогу збирати і нейстонні водорості (епінейстон, гіпонейстон). Сконцентровану в такий спосіб пробу планктону, що у стаканчике планктонної мережі, зливають через вивідну трубку в заздалегідь приготовлену чисту банку. Сітчасті проби планктону можна вивчати в живому та фіксованому стані.
Для кількісного обліку фітопланктону обсяг проб проводиться спеціальними приладами – батометрами – різноманітної конструкції. Широке застосування у практиці отримав батометр системи Рутнера. Його основна частина - циліндр, виготовлений із металу або оргскла, місткістю від 1 до 5 л. Прилад забезпечений верхньою та нижньою кришками, що щільно закривають циліндр. Під воду батометр опускають із відкритими кришками. Досягши необхідної глибини в результаті сильного струшування мотузки кришки закривають отвори циліндра, який в закритому вигляді витягають на поверхню. Ув'язнену в циліндрі воду через бічний патрубок, з краном, зливають у приготовлену посудину. При вивченні фітопланктону поверхневих шарів води проби відбирають без допомоги батометра шляхом зачерпування води посудину певного обсягу. У водоймах з бідним фітопланктоном бажано відбирати проби об'ємом не менше 1 л паралельно з мережними зборами, що дозволяють вловлювати нечисленні, порівняно великі об'єкти. У водоймах з багатим фітопланктоном об'єм кількісної проби можна зменшити до 0,5 і навіть до 0,25 л (наприклад, при «цвітінні» води).
Згущення кількісних проб фітопланктону можна проводити двома методами, що дають приблизно однакові результати, - осадовим та фільтраційним.
Згущення проб осадовим методомпроводять після їх попередньої фіксації та відстоювання у темному місці протягом 15-20 днів. Після цього середній шар води повільно та обережно відсмоктують за допомогою скляної трубки, один кінець якої затягнутий млиновим ситом №77 у кілька шарів, а другий з'єднаний з гумовим шлангом. Згущену пробу збовтують, вимірюють об'єм і переносять у посудину меншого розміру.
При згущенні проб методом фільтрації використовують «попередні» або бактеріальні фільтри.
Збір фітобентосу.Для вивчення видового складу фітобентоса на поверхні водоймища достатньо витягти деяку кількість донного ґрунту та відкладень на ньому. На мілководдях (до 0,5-1,0 м глибини) це досягається за допомогою опущеної на дно пробірки або сифона - гумового шлангу зі скляними трубками на кінцях, в який засмоктують гомін. На глибинах якісні проби відбирають за допомогою цебра або склянки, прикріпленої до палиці, а також різними грабельками, кішками, драгами, дночерпателями, илососами тощо.
Збір періфітону.З метою вивчення видового складу перифітону наліт на поверхні різноманітних підводних предметів (галька, щебінь, каміння, стебла та листя вищих рослин, раковини молюсків, дерев'яні та бетоновані частини гідротехнічних споруд та ін.) знімають за допомогою звичайного ножа або спеціальних скребків. Однак при цьому гинуть багато цікавих організмів; частина їх уноситься струмами води, руйнуються органи прикріплення водоростей до субстрату, порушується картина взаємного розміщення компонентів біоценозу. Тому водорості краще збирати разом із субстратом, який повністю або частково обережно витягують на поверхню води так, щоб течія не змила з нього водорості. Вилучений субстрат (або його фрагмент) разом з водоростями поміщають у приготовану для проби посудину і заливають лише невеликою кількістю води з цієї водойми з метою подальшого вивчення зібраного матеріалу в живому стані або 4%-ним розчином формальдегіду.
Наземні, або повітряні водоростізбирають по можливості разом із субстратом у стерильні паперові пакети або скляні судини з 4%-ним розчином формальдегіду.
Методи збору та вивчення ґрунтових водоростейдокладно викладені у спеціальній літературі (Голлербах, Штіна, 1969).
Етикетування та фіксація проб. Ведення польового щоденника. Для вивчення водоростей у живому та фіксованому стані зібраний матеріал ділять на дві частини. Живий матеріал поміщають у стерильні скляні судини (пробірки, колби, баночки), закриті ватними пробками, причому не заповнюючи їх догори, або стерильні паперові пакети. Щоб краще зберегти водорості в живому стані в експедиційних умовах, водні проби пакують у вологий обгортковий папір і поміщають у ящики. Проби повинні періодично розпаковуватися та виставлятися на розсіяне світло для підтримки фотосинтетичних процесів та збагачення середовища киснем.
Матеріал, що підлягає фіксації, поміщають у чисто вимитий і висушений скляний посуд (пробірки, пляшки, баночки), щільно закритий корковими або гумовими пробками. Водні проби фіксують 40% формальдегідом, приливаючи його в кількості 0,1 від обсягу зібраної проби. Водорості, що знаходяться на твердому субстраті (паперові фільтри, галька, порожні раковини молюсків тощо), заливають 4%-ним розчином формальдегіду. Добре збереження водоростей та їх забарвлення забезпечує також розчин формальдегіду і хромових галунів (5 мл 4%-ного формальдегіду і 10 г K 2 SO 4 -Cr 2 (SO 4) 3 -24 H 2 O 500 мл води). У польових умовах можна використовувати розчин йоду з йодидом калію. Розчин готується наступним чином: 10 г KI розчиняють у 100 мл води, додають 3 г кристалічного йоду та 100 мл води, струшують до повного розчинення кристалів, зберігають у темній склянці протягом декількох місяців. До проби додають його у співвідношенні 1:5. Герметично закупорені фіксовані проби можна зберігати в прохолодному темному місці протягом тривалого часу.
Зібрані проби ретельно етикетують. На етикетках, що заповнюються простим олівцем або пастою, вказують номер проби, час та місце збору, знаряддя збору та прізвище збирача. Ці ж дані фіксують і в польовому щоденнику, який, крім того, заносять результати вимірювань рН, температури води і повітря, схематичний малюнок, докладний опис досліджуваного водоймища, що розвивається в ньому вищої водної рослинності та інші спостереження.
Якісне вивчення зібраного матеріалу.Матеріал попередньо переглядають під мікроскопом у живому стані в день збору, щоб відзначити якісний стан водоростей до настання змін, викликаних зберіганням живого матеріалу або фіксацією проб (утворення репродуктивних клітин, колоній, втрата джгутиків та рухливості тощо). Надалі його вивчають паралельно в живому та фіксованому стані. Працюючи з живим матеріалом є необхідною умовою успішного вивчення переважної більшості водоростей, що змінюють форму тіла, форму і забарвлення хроматофорів, що втрачають джгутики, рухливість або навіть повністю руйнуються при фіксації. Щоб зберегти зібраний матеріал живим, його слід оберігати від перегріву, забруднення фіксаторами, а вивчення проводити якнайшвидше.
Водорості в живому стані, залежно від розмірів та інших особливостей, вивчають за допомогою бінокулярної стереоскопічної лупи (МБС-1) або світлових мікроскопів.
Для мікроскопічного вивчення водоростей готують препарати: на предметне скло наносять краплю рідини, що досліджується, і накривають її покривним склом. Якщо водорості живуть поза водою, їх поміщають у краплю водопровідної води або обводненого гліцерину. Слід пам'ятати, що з тривалому вивченні препарату рідина під покривним склом поступово висихає і іноді її потрібно додавати. Для зменшення випаровування по краях покривного скла наносять тонкий шар парафіну.
При необхідності тривалих спостережень над тим самим об'єктом хороший результат дає метод висячої краплі. На чисте покривне скло наносять маленьку краплю досліджуваної рідини, після чого покривне скло, краї якого покриті парафіном, парафіновим маслом або вазеліном, крапляю накладають вниз на спеціальне предметне скло з лункою посередині так, щоб крапля не торкалася дна лунки. Такий препарат можна вивчати протягом кількох місяців, зберігаючи його у перервах між роботою у вологій камері.
При вивченні водоростей, що мають монадну структуру, серйозною перешкодою є їхня рухливість. Однак при підсиханні препарату рух поступово сповільнюється та зупиняється. Уповільнення руху сприяє також обережне нагрівання препарату або додавання вишневого клею. Рухливі водорості рекомендується фіксувати парами оксиду осмію (при цьому добре зберігаються джгутики), кристалічного йоду (фіксація парами йоду дозволяє не тільки зберегти джгутики, але й пофарбувати крохмаль, якщо він є, у синій колір, що має діагностичне значення), 40%-ного формальдегіду, слабким розчином хлоралгідрату або хлороформу. Тривалість експозиції над парами фіксаторів встановлюють експериментально залежно від специфіки об'єкта. Найбільш зручні вивчення слабо фіксовані препарати, у яких частина водоростей втратила рухливість, інші продовжують повільно рухатися. Препарати слід вивчати відразу після фіксації, оскільки протягом короткого періоду часу водорості деформуються.
При вивченні внутрішньоклітинних структур, особливо у дрібних джгутикових, застосовують фарбування за допомогою слабких розчинів (0,005-0,0001%) нейтрального червоного, метиленового блакитного, нейтрального блакитного, трипанового червоного, діамант-крезилового синього, конго червоного, зелені Януса виявити клітинну оболонку, папіли, слиз, вакуолі, мітохондрії, апарат Гольджі та інші органели.
Багато барвників дають хороший результат лише після застосування спеціальних методів фіксації (при вивченні фіксованих формальдегідом проб успішне застосування барвників можливе лише після ретельного відмивання досліджуваного матеріалу дистильованою водою). Найкращий фіксатор для цитологічного дослідження водоростей, у тому числі вивчення їх ультраструктури, - 1-2%-ний розчин оксиду осмію (розчин не підлягає тривалому зберіганню). Водорості, які не мають справжніх клітинних оболонок, добре і швидко фіксуються метанолом. Розчин Люголя (1 г йодиду калію та 1 г кристалічного йоду у 100 мл води) не тільки добре фіксує водорості, але й одночасно забарвлює крохмаль у синій колір.
Для вивчення ядер успішно використовують спиртово-оцтовий фіксатор Кларка (три частини 96% етилового спирту і одна частина крижаної оцтової кислоти) або рідина Корнуа (шість частин 96% етилового спирту, три частини хлороформу і одна частина крижаної оцтової кислоти). Водорості витримують у свіжоприготованому розчині фіксатора протягом 1-3 годин, потім промивають 96% етиловим спиртом (2 хв) і водою (10 хв). Слід наголосити, що при цитологічному вивченні водоростей у більшості випадків залежно від специфіки об'єктів експериментальним шляхом підбирають найбільш ефективні фіксатори, барвники та час експозиції. Застосовуються інші методи фарбування ядер.
Джгутики вивчають у світловому мікроскопі за допомогою фарбування за Лефлером. Для цього матеріал фіксують оксидом осмію, на короткий час занурюючи абсолютний спирт, і залишають висохнути. Потім додають кілька крапель барвника (суміш 100 мл 20% водного розчину таніну, 50 мл насиченого водного розчину FeSO 4 і 10 мл насиченого спиртового розчину основного фуксину) і нагрівають над полум'ям пальника, не доводячи до кипіння, до появи пари. Після ополіскування дистильованою водою препарат протягом 10 хв дофарбовують карболфуксином (100 мл 5%-ного водного розчину свіжоперегнаного фенолу і 10 мл насиченого спиртового розчину фуксину основного; суміш відстоюють протягом 48 год, фільтрують і зберігають протягом тривалого часу дистильованою водою, дають висохнути та заливають канадським бальзамом. Цим методом можна встановити наявність або відсутність на джгутиках волосків. Спостереження за довжиною джгутиків, характером їхнього руху, місцем прикріплення ведуться на живому матеріалі методом фазового розмаїття.
Хроматофори слід вивчати на живому матеріалі, тому що при фіксації вони деформуються. Так само важко зберегти і стигму. Білкове тіло піреноїду після попередньої фіксації добре забарвлюється Альтманом. Барвник складається з однієї частини насиченого розчину пікринової кислоти в абсолютному етиловому спирті та семи частин насиченого водного розчину фуксину. Фарбування триває щонайменше 2 год.
Забарвлення білкових тіл піреноїдів можна здійснити і без попередньої фіксації матеріалу за допомогою оцтового азокарміну G. Для цього до 4 мл крижаної оцтової кислоти додають 55 мл води і 5 г азокарміну G. Отриману суміш кип'ятять близько години, використовуючи зворотний холодильник, охолоджують, у посудині з темного скла. Розчин барвника додають краплю води з водоростями на предметному склі, накривають покривним склом і спостерігають під мікроскопом. Білкове тіло піреноїду забарвлюється в інтенсивний червоний колір, решта клітини - у світло-рожевий.
Крохмаль забарвлюється у синій колір під впливом будь-яких реактивів, що містять йод. Найбільш чутливий з них – хлорал йоду (дрібні кристалики йоду в розчині хлоралгідрату) – дозволяє виявити найбільш дрібні зернятка крохмалю та відрізнити крохмаль навколо піреноїду від строматичного. Присутність парамілону можна виявити, розчинивши його 4%-ним КОН. Наявність хризоламінарину виявляється лише з допомогою складних мікрохімічних реакцій. Олія та жири забарвлюються суданом (0,1 г судана в 20 мл абсолютного етилового спирту) у червоний колір або оксидом осмію - у чорний.
Вакуолі з клітинним соком стають помітнішими завдяки прижиттєвому забарвленню слабким розчином нейтрального червоного. Пульсуючі вакуолі можна спостерігати на живому матеріалі у світловому мікроскопі завдяки їхньому періодичному наповненню та спорожненню. Застосування фазово-контрастного пристрою, додавання 1% водного розчину таніну, а також фіксація матеріалу оксидом осмію полегшує виявлення цих органел.
Мітохондрії добре забарвлюються (при вільному доступі кисню) 0,1% розчином зелені Януса. Тому краплю води з водоростями на предметному склі накривають покривним склом лише згодом після додавання барвника.
Апарат Гольджі при фіксації матеріалу оксидом осмію темніє. Його можна пофарбувати також 0,5% водним розчином трипанового блакитного. Вміст клітини забарвлюється в синій колір 0,01% розчином метиленового блакитного, в той час як апарат Гольджі залишається безбарвним.
При вивченні видового складу водоростей вимірюють їх розміри, що є важливими діагностичними ознаками. Для вимірювання мікроскопічних об'єктів застосовують окуляр-мікрометр із вимірювальною лінійкою. Ціну поділів окуляра-мікрометра визначають за допомогою об'єкта-мікрометра (предметне скло з нанесеною на ньому лінійкою, ціна кожного поділу якої 10 мкм) індивідуально для кожного мікроскопа та об'єктива (детальніше див. в кн. Голлербах, Полянський, 1951). При вивченні лінійних розмірів водоростей вимірювання бажано проводити для великої кількості екземплярів (10–100) із наступною статистичною обробкою отриманих даних.
Всі об'єкти, що вивчаються, ретельно замальовуються за допомогою малювальних апаратів (РА-4, РА-5) і фотографуються мікрофотонасадкою (МФН-11, МФН-12).
При ідентифікації водоростей слід досягати точності визначення. Вивчаючи оригінальний матеріал, необхідно відзначати будь-які, навіть незначні відхилення у розмірах, формі та інших морфологічних особливостях, фіксувати їх в описах, на малюнках та мікрофотографіях.
Методика кількісного обліку водоростей.Кількісному обліку можуть піддаватися проби фітопланктону, фітобентосу та перифітону. Дані про чисельність водоростей є вихідними для визначення їхньої біомаси та перерахунку інших кількісних показників (зміст пігментів, білків, жирів, вуглеводів, вітамінів, нуклеїнових кислот, зольних елементів, інтенсивність дихання, фотосинтез тощо) на клітину або одиницю біомаси. Чисельність водоростей може бути виражена в кількості клітин, цінобіїв, відрізків ниток певної довжини та ін.
Облік чисельності планктонних водоростей виробляють з допомогою рахункових камер (Фукс-Розенталя, Нажотта, Горяева та інших.) зі збільшенням мікроскопа в 420 раз. Отриману щонайменше із трьох підрахунків середню кількість водоростей перераховують на певний обсяг води.
Так як субстратом для поселення водоростей можуть бути підводні предмети (камені, палі, рослини, тварини тощо), то в одних випадках кількість водоростей розраховують на одиницю поверхні, в інших – на одиницю маси. Наприклад, при рясному обростанні водоростями вищих рослин або водоростей-макрофітів можна застосовувати метод безпосереднього зважування: спочатку зважується рослина, що обросла, потім після видалення з неї епіфітів. Різниця у вазі дає біомасу обросту. Коли обростання нерясно використовують розрахунковий метод, тобто з цілого макрофіту або з певної навішування його змивають оброст і розбавляють водою до відомого об'єму (зазвичай не більше 500 мл). Отриману суспензію прораховують під мікроскопом так само, як і при обробці планктонних зборів, і перераховують на весь обсяг суспензії. Таким чином отримують кількість клітин епіфітних водоростей для всієї рослини або її навішування.
Для обліку великих водоростей донних макрофітів ( Fucusта ін) можна використовувати квадратні рамки розміром 0,5 х 0,5 м (0,25 м 2), 0,25 х 0,25 (0,0625 м 2), 0,17 х 0,17 м (0 0289 м 2); для дрібних водоростей типу Corallinaта ін. - розміром 0,1 х 0,1 м (0,01 м 2) та 0,05 x 0,05 м (0,0025 м 2). Рамка накладається на зарості, і всі водорості, що потрапили в неї, вибираються за допомогою скальпеля або ножа і зважуються на технічних вагах в лабораторії з точністю до 0,1 г. Біомаса обчислюється шляхом перерахунку вагових даних на 1 м 2 . Кількісна характеристика розподілу макрофітів визначається шляхом розрізів у найбільш типових місцях. Ширина розрізу може становити 5-10 м, а довжина розрізу, що вимірюється рулеткою, залежить від ухилу дна. Протягом усього розрізу через 0,5–25 м закладаються рамки кількісного обліку. Використовуючи цю методику, можна визначити загальну біомасу макрофітів та окремих форм. Для з'ясування біомаси необхідно знати площу покриття дна в межах досліджуваної зони. Вона визначається візуально чи точно (вимірюванням).